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Die natürliche Killerzelllinie NK-92 zeichnet sich durch eine breit gefächerte Aktivität gegen verschiedenste Tumore und Leukämien aus und würde sich daher prinzipiell für eine Verwendung als adoptives Zelltherapeutikum eignen. NK-92-Zellen sind eine von nur 5 etablierten NK-Zelllinien weltweit. Ihr Wachstum in der Zellkultur war bisher von Bedingungen abhängig, die mit einer klinischen Anwendung der Zellen nicht zu vereinbaren sind. Ziel der vorliegenden Doktorarbeit war es daher, ein Kulturverfahren zu etablieren, mit dem sich NK-92-Zellen unter Bedingungen einer „Guten Herstellungs Praxis“ kultivieren und expandieren lassen. In dieser Arbeit wurde daher die Adaption der NK-92-Zellen an ein in der Klinik einsetzbares Zellkulturmedium vorgenommen und ein Batch-Kulturverfahren entwickelt, mit dem sich die NK-92-Zellen innerhalb von 10-14 Tagen auf bis zu 1010 Zellen in 10L Kulturvolumen expandieren lassen. Die Funktionsprüfung der NK-92-Zellen, anhand der Expression von immunologisch relevanten Oberflächenrezeptoren (CD11a, CD25, CD28, CD54, CD56, CD122, FAS-L), ergab keine Veränderung des Phänotyps der expandierten Zellen. Darüber hinaus wiesen die Zellen eine Viabilität von >95,3% +/- 0,46% auf, und ihre zytotoxische Aktivität gegen die NK-sensitive Leukämiezelllinie K562 war nicht eingeschränkt. Da NK-92-Zellen in der Erkennung virusinfizierter und maligner Zellen nicht MHCrestringiert sind, eignen sie sich auch für den ungerichteten Einsatz. Hierzu wäre eine Expansion der Zellen im großen Massstab mit anschliessender Kryokonservierung von Vorteil, da die Zellen dann im Voraus hergestellt und geprüft werden könnten. Die Prüfung des Einflusses unterschiedlicher Konzentrationen (0, 0,5, 1, 2, 3, 5, 8 10 %) der Einfrierschutzlösung Dimethylhylsulfoxid (DMSO) auf die zytotoxische Aktivität der NK-92-Zellen ergab keine Einschränkung der NKZellfunktion bei Konzentrationen < 5%. Es wurden daraufhin verschiedene Einfrierprotokolle und deren Einfluss auf die Viabilität der NK-92-Zellen untersucht. NK-92- Zellen wurden mit 2, 3, 5 8 und 10% DMSO in humanem Serum Albumin (HSA) in Ampullen, oder aber im klinischen Masstab (5x108 Zellen/ 20ml HSA) mit 3, 5 und 10% DMSO eingefroren und ihre Viabilität nach dem Auftauen untersucht. Im Mittel ergab sich für alle Zellpräparationen und DMSO Konzentrationen eine relativ geringe Viabilität der Zellen nach dem Auftauen (<50% +/- 9,77). Hierbei war es unerheblich, ob die für eine klinische Anwendung der allogenen NK-92-Zellen notwendige Bestrahlung mit 10GY vor dem Einfrieren oder nach dem Auftauen durchgeführt wurde (Viabilität 48,8% versus 44%). Aus den in dieser Dissertation erarbeiteten Daten wurde schliesslich ein Konzept zur Expansion der NK-92-Zellen entwickelt, welches ihren klinischen Einsatz, unter Erhalt der Funktionalität bei höchstmöglicher Sicherheit für den Patienten, erlaubt. Dieses Konzept geht von einer Expansion der NK-92-Zellen, ausgehend von einer Masterzellbank, in 2L Batchkulturen im Nunc-Wannenstapel-System aus. Die Kulturen werden mit 2x104 NK-92-Zellen/ml X-Vivo 10 Medium, 5% hitzeinaktiviertem humanen Plasma und 100IE IL-2 beimpft. Nach 10 Tagen haben die Kulturen ihre höchste Dichte (6,4 x105/ml) erreicht.
Die HIV-Infizierung von Zellkulturen in vitro ist essentiell für das Verstehen der Kinetik der Virusreplikation, für die Aufdeckung von Resistenzentwicklungen gegenüber antiretroviraler Medikamente und für die Entwicklung neuer antiretroviraler Therapiestrategien. Voraussetzung hierfür ist ein geeignetes Monitoring der HIV-Infektion von in vitro infizierten Zellen. Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich mit dem Monitoring der HIV-Replikation von in vitro infizierten Zellen mittels der Real-Time TaqMan™ PCR. Die Ergebnisse der Real-Time TaqMan™ PCR wurden mit denen eines p24 ELISAs verglichen. Der p24 ELISA diente als etablierte Standardmethode zum Monitoring einer in vitro HIV-Infektion. HUT 78-Zellen wurden in vitro mit vier unterschiedlichen HIV-1 IIIb Infektionsdosen (MOI 0,05; MOI 0,01; MOI 0,002; MOI 0,0005) infiziert. Mittels der Real-Time TaqMan™ PCR wurde die HIV-1 gag cDNA quantifiziert. Mittels ELISA erfolgte die Quantifizierung des HIV-p24. Zusätzlich dazu wurde die Anzahl an proviralen HIV-1 Transkripten in den Zellkulturen mittels der TaqMan™ PCR quantifiziert. Die Quantifizierung der HIV-1 gag cDNA und des p24 ergaben nahezu identische Kurvenverläufe der Infektionskinetiken. Beide Nachweismethoden zeigten vergleichbare Daten bezüglich des exponentiellen Ansteigens und der sich daran anschließenden Plateauphase der HIV-Replikation. Die Sensitivität beider Nachweismethoden war ebenfalls vergleichbar. Ein großer Unterschied lag in den Messbereichen beider Methoden. Bei der Real-Time TaqMan™ PCR konnte eine Linearität über 7 log-Stufen
demonstriert werden. Dies hatte den Vorteil, dass die Zellkulturproben vor der Quantifizierung der HIV-1 gag cDNA nicht verdünnt werden mussten. Im Gegensatz dazu war der Messbereich des HIV-p24 ELISAs sehr eng und erforderte in den meisten Fällen eine Verdünnung der Messproben. Bezüglich des Arbeitsaufwandes und der aufkommenden Kosten ergaben sich für die Quantifizierung der HIV-1 gag cDNA mittels der Real-Time TaqMan ™ und für die Quantifizierung des p24 mittels ELISA nahezu identische Werte. Der Verlauf der Werte an proviralen HIV-1 Transkripten ähnelt dem der HIV-1 gag cDNA Kinetik. Mittels der Quantifizierung der proviralen HIV-1 Kopien kann jedoch keine Aussage über die HIV-Replikation getroffen werden. Abschließend ist zu sagen, dass die Real-Time TaqMan™ PCR eine zuverlässige und sensitive Methode ist, eine HIV-1 Replikation von in vitro infizierten Zellen zu quantifizieren und den Replikationsverlauf zu beschreiben. Die Real-Time TaqMan™ PCR stellt eine alternative Methode zum HIV-p24 ELISA dar, um eine in vitro HIV-Replikation zu dokumentieren.
Short tandem repeat (STR) Loci sind ideale Marker für gerichtliche und abstammungs genetische DNAUntersuchungen. Sie bestehen aus sich wiederholenden 26 bp langen Einheiten und sind über das gesamte menschliche Genom verteilt. Aufgrund ihrer geringen Allellängen (100600 bp) lassen sich STRs leicht mit Hilfe der Polymerasekettenreaktion (PCR) amplifizieren. In der vorliegenden Arbeit sind fünf STRPolymorphismen der Loci D11S488, D18S51, D19S246, HUMFIBRA (FGA) und HUMVWFA31/A auf ihre Populationsgenetik und Sequenzstruktur hin untersucht worden. Die Daten wurden anhand genomischer DNA von 100 gesunden, unverwandten kaukasischen Blutspendern aus der Region Hessen gewonnen. Über ein 6 %iges denaturierendes Polyacrylamidgel wurden die PCRProdukte aufgetrennt und unter Gebrauch fluoreszenzmarkierter Primer mit einem 373A DNASequenzer analysiert. Der Locus D11S488 ist durch eine zusammengesetzte Repeatregion (compound repeat) von AAAG und GAAG Blöcken gekennzeichnet. Mit einer Variationsmöglichkeit an vier unter schiedlichen Positionen kam es zum Auftreten von Mikroheterogenitäten in Allelen gleicher Länge. 29 verschiedene Allele wurden gefunden, die basierend auf ihrer Gesamtrepeatanzahl (YAAG) 2641 (242 bp302 bp), in 15 Allelklassen gruppiert wurden. Bei D19S246 (TGTA und TCTA) liegt ebenfalls ein compound repeat vor. Mikroheterogenitäten führten in 11 Allelgruppen (182230 bp) zu 17 unterschiedlichen Allelen. Der Locus D18S51 (AGAA) ist ein STRPolymorphismus mit einer einfachen Repeatstruktur (simple repeat). 12 unter schiedliche Allele wurden beobachtet, die alle einen regelmäßigen Tetranukleotidrepeat aufwiesen. Die Allelspanne reichte von Allel 11 mit 278 bp bis Allel 22 mit 322 bp. Ebenfalls ein einfacher Repeat bestimmt das HUMFIBRA System (TCTT). Eines der beobachteten 10 Allele differierte allerdings um nur 2 bp. Zusammen mit dem compound repeat HUMVWFA31/A (8 Allele) sind alle untersuchten Marker multiplexfähig. Ein ausgeprägter Polymorphismus der individuellen Loci, die dem HardyWeinberg Equilibrium folgen, sowie eine Übereinstimmungswahrscheinlichkeit (pM) der Merkmale zwischen unverwandten Personen von 3 x 10 7 machen eine Analyse dieser fünf TetranukleotidMarker zu einer sinnvollen Ergänzung in der Bearbeitung abstammungs genetischer Fragestellungen.