Refine
Year of publication
Document Type
- Doctoral Thesis (24)
Has Fulltext
- yes (24) (remove)
Is part of the Bibliography
- no (24)
Keywords
- Photosynthese (2)
- Biochemie (1)
- Biochemistry (1)
- Chlorophyll (1)
- Crystallography (1)
- Kristallographie (1)
- Kristallzüchtung (1)
- Kryoelektronenmikroskopie (1)
- Kryokonservierung (1)
- LHC-II (1)
Institute
- Biochemie und Chemie (17)
- Biochemie, Chemie und Pharmazie (5)
- Biowissenschaften (1)
- MPI für Biophysik (1)
- Physik (1)
Channelrhodopsin-2 (ChR2) is a light-gated cation selective channel from the unicellular alga Chlamydomonas reinhardtii, which is involved in phototaxis and photophobic responses. As other rhodopsins, ChR2 comprises a seven-transmembrane helix (TMH) motif and a retinal as the light-sensitive chromophore. The chromophore is covalently attached via a protonated Schiff base to the conserved lysine residue Lys257 located in TMH7. Based on its primary sequence and the all-trans configuration of the retinal in the ground state, ChR2 is assigned to the type I rhodopsins, also referred to as microbial-type rhodopsins. Upon light activation, the retinal isomerizes from the all-trans to the 13-cis form. This photoisomerization, which is accompanied by conformational changes of the protein, eventually leads to the opening of the channel and cation translocation. Cation flux during the conductive state leads to depolarization of the cell membrane and subsequent triggering of action potentials when expressed in neurons. Therefore, ChR2 has become the most versatile optogenetic tool, enabling a non-invasive investigation of neural circuits at high spatial and temporal resolution. With the rapidly increasing importance of ChR2 as a tool in neurobiology and cell biology, structural information is the prerequisite to an unambiguous understanding of the molecular mechanisms of this unique light-activated ion channel. The coupling between isomerization and structural alterations is well understood for other microbial-type rhodopsins, like bacteriorhodopsin (bR), halorhodopsin (HR) and sensory rhodopsin II (SRII). In case of ChR2, the first data on light-induced conformational changes came from spectroscopic studies and structural information is still missing. However, in order to fully understand the mechanism of light transduction by ChR2, it is necessary to determine the changes in the protein structure at specific steps in the photocycle.
By the time I started my PhD thesis, there was no structural information of ChR2 available. Therefore, the objective of this thesis was to obtain structural information of the transmembrane domain containing the first 315 amino acids of ChR2 by cryo electron crystallography. Besides revealing the structure of membrane proteins, cryo-EM of two-dimensional (2D) crystals is ideal for investigating conformational changes in membrane proteins induced by different stimuli. Therefore, the second objective of my thesis was the investigation of light-induced conformational changes in the slow C128T ChR2 mutant. The ~1,000 times longer lifetime of the open state of the C128T mutant compared to the wild-type allowed to trap different intermediates that accumulate during the photocycle.
In 2012, the X-ray structure of a channelrhodopsin-1/channelrhodopsin-2 chimaera (C1C2) at 2.3 Å resolution in the closed dark-adapted state was published (Kato et al., 2012). The structure revealed the essential molecular architecture of C1C2, including the retinal-binding pocket and the putative cation conduction pathway. Together with biochemical, spectroscopic, mutagenesis experiments, and the high-resolution model, some functionally important residues of ChR2 have been identified. However, unambiguous explanation of the molecular determinants that contribute to activation (gating) and transport were still mostly unknown.
RESULTS AND CONCLUSIONS
The first half of my theses dealt with 2D crystallization of ChR2. I succeeded in obtaining 2D crystals of ChR2 of four different types, which differed in size, crystal packing, crystal contacts and resolution, yielding structure factors up to 6 Å resolution. The crystals were grown by reconstituting the protein with different lipids at various lipid-to-protein ratios. The best crystals formed with the synthetic lipid DMPC and EPL upon detergent removal by dialysis. The projection maps calculated from these crystals revealed the overall structure of C128T ChR2 at 6 Å resolution and were published in 2011 (Müller et al., 2011). Surprisingly, ChR2 was found to be a dimer in all crystal types. The ChR2 dimer was stable both in detergent solution and in the presence of lipids for 2D crystallization. The monomers clearly showed the expected densities for the seven TMHs.
The arrangement of the ChR2 dimers on the four 2D lattices was different. However, comparison of the individual rojection maps revealed no significant differences within the ChR2 interface in the four crystal forms. The observation that the structure of the dimer was the same in all four crystal forms and in different lipids suggested strong specific contacts between the two protomers and implied that the protein was also dimeric in the native membrane. These findings were in agreement with Western blot analysis of plasma membranes from oocytes expressing ChR2 and laser-induced liquid bead ion desorption mass spectrometry, which both showed ChR2 as a dimer. The unusual stability of the ChR2 dimer contrasts with other microbial rhodopsins, which exist in different oligomeric states, i.e. monomers, trimers or dimers. These observations raised the question whether the functional unit is the monomer or the dimer.
The comparison of the projection map of the light-driven proton pump bR at the same resolution showed similar overall dimensions. Based on this comparison, the densities which became evident in the ChR2 projection maps could be assigned to the corresponding seven densities in bR. The shape of the densities near the dimer interface suggested that TMHs 2, 3, and 4 are oriented more or less perpendicular to the membrane plane, while the other four helices appear to be more tilted, as in bR.
Based on the high-resolution bR structure and the projection structures obtained, I have built a homology model. On the basis of this homology model, several residues found in the dimer interface were selected for mutational studies in order to disrupt the dimer interface.
The investigation of light-induced conformational changes in C128T ChR2 was the second part of my thesis. I designed an experimental setup for trapping light-induced conformational changes in C128T ChR2. In addition, I optimized the sample preparation in a way that the different illumination conditions did not alter the quality of the crystals. I have trapped two different functional states, namely the conductive open state and the non-conductive closed dark-adapted state.
In order to visualize the location and the extent of conformational changes, projection difference maps were calculated between the open and the closed state. Visual inspection of the difference maps between the open and the two closed states revealed three difference peaks that map to the TMHs 2, 6, and 7, indicating significant and specific rearrangements of these helices. The strong pair of positive/negative peaks at TMH6 suggests an outward tilt movement of approximately 2 Å. Close comparison of similar work on bR revealed that this movement is likely to occur at the cytoplasmic end of TMH6. A second highly significant negative peak is observed at TMH7, indicating a less pronounced tilt compared to TMH6. The third negative peak at TMH2 indicates a loss of density in this region. No significant differences were recorded at the TMH1, 5 and at the dimer interface formed by TMH3 and 4.
I succeeded in trapping and characterizing the open and closed state in the photocycle of ChR2 and could demonstrate that the transition from the closed to the open state is linked to significant light-induced tilt movements of TMH6 and 7, plus a loss of order in TMH2. These conformational changes are likely to create a large water-filled conducting pore, which seems to be required for the conductance of up to 2,000 ions per photocycle. The previously mentioned spectroscopic studies support the difference structures I obtained. This approach sets the stage for studying structural changes accompanying the formation and decay of other photocycle intermediates in ChR2. Future studies will aim at three-dimensional maps of the open and closed state at higher resolution.
ATP synthases are multi-subunit membrane enzymes, which utilize the energy stored in a transmembrane electrochemical ion gradient to produce adenosine-5´-triphosphate (ATP), the universal energy carrier in biological systems. Research on these important enzymes goes back more than 50 years and has produced innumerable studies. The F-type ATP synthase consists of two functionally distinct, but tightly coupled subcomplexes, the water-soluble F1 and the membrane-embedded Fo complex. In its simplest form, F1 consists of five different subunits with a stoichiometry of α 3β3γδε, and harbors three catalytic centers in the α 3β3-headpiece, while Fo consists of three different subunits in a stoichiometry of ab2cn, where n varies between 8 to 15 depending on the species. From a mechanistic standpoint, the complex can also be divided into two different units, namely a stator, α3β3δ-ab2, and a rotor, γε-cn. The enzyme utilizes the energy stored in a transmembrane electrochemical gradient of protons, or in some cases Na+, to drive ATP synthesis. In particular, the downhill translocation of these ions across the Fo complex drives rotation of the γε-cn unit, which is then transduced to the active centers, catalyzing the phosphorylation of adenosine-5`-diphosphate (ADP) with inorganic phosphate (Pi), and the release of ATP....
Natrium/Protonen-Austauscher sind integrale Proteine biologischer Membranen und aufgrund ihrer funktionalen Abhängigkeit von einem elektrochemischen Gradienten der Klasse der Sekundärtransporter zugeordnet. Sie spielen eine essentielle Rolle sowohl in der Adaption von Bakterien an eine saline, alkalische Umgebung, als auch in der Regulation des intrazellulären pH- und Natriumhaushalts in Eukaryonten. Aufgrund der medizinischen Relevanz, unter anderem im Rahmen in der Behandlung des Herzinfarkts, besteht großes Interesse an der Struktur und den biochemischen Charakteristika des im Menschen ubiquitär vorkommenden Natrium/Protonen-Austauschers NHE1. Die heterologe und funktional aktive Produktion eukaryontischer Membranproteine stellt jedoch immer noch eine enorme Herausforderung dar, bei der sich das auf dem Semliki Forest Virus basierende Expressionssystem als gut geeignet erwiesen hat. Da die Überexpression von NHE1 mittels verschiedener eukaryontischer Expressionssysteme bisher kein kristallisationsfähiges Material liefern konnte, sollte in dieser Arbeit die heterologe Gewinnung von NHE1 mit dem Semliki Forest Virus Expressionssystem ermöglicht werden. Das Semliki Forest Virus Expressionssystem wurde auf Basis eines Vektorkonstrukts mit GFP zur späteren Übertragung der Parameter auf die Produktion von NHE1 etabliert. Konstrukte von NHE1 mit N- und C-terminalem Affinitäts-Tag wurden erfolgreich kloniert und zur Infektion von BHK-21 Zellkulturen eingesetzt. Dabei konnte beobachtet werden, dass der N-Terminus abgespalten wird und wahrscheinlich als Signalpeptid zum Einbau in die Membran dient. Das Protein wurde im Endoplasmatischen Retikulum lokalisiert, wo die Glykosylierung zum Transport in die Plasmamembran unterbleibt, was auf eine Interferenz mit der Virusinfektion zurückgeführt wurde. Eine Infektion der Zellen mit dem Semliki Forest Virus hat neben einem bereits bekannten massiven Anstieg des intrazellulären Natriumgehalts eine starke Alkalinisierung des Zytoplasma zur Folge. Ähnliches ist bisher über die Infektion von Zellen mit dem Poliovirus bekannt und stellt dort ein Schlüsselelement in der Sicherstellung der viralen Replikation dar, was auch für das Semliki Forest Virus zu gelten scheint. Die Expression von NHE1 konnte im 8 Liter-Maßstab optimiert und sowohl die Präparation als auch die Solubilisierung mit verschiedenen Detergenzien erfolgreich eingeführt werden. NHE1 erfährt jedoch bereits in vivo einen erheblichen proteolytischen Abbau, der sich während der Membranpräparation und Aufreinigung fortsetzt und zu einer Fragmentierung führt, die trotz des Einsatzes unterschiedlicher Kultivierungszeiten, Detergenzien, Additive oder Proteaseinhibitoren in vivo als auch in vitro nicht in einem Maße reduziert werden konnte, welches zur Gewinnung von kristallisationsfähigem Material erforderlich gewesen wäre. Es muss empfohlen werden einen in vivo Ansatz zu etablieren, um die proteolytische Degradation zu unterdrücken. Da die Virusreplikation nicht erforderlich ist, wäre Bafilomycin als Inhibitor der V-Typ ATPase geeignet, um die intrazelluläre Alkalinisierung und somit wahrscheinlich den Abbau von NHE1 zu verhindern. Ebenso erscheint der Einsatz von MG-132 zur spezifischen Inhibierung des Proteasoms Erfolg versprechend, was aber wegen hoher Kosten praktisch kaum in Frage kommt. Da man trotz individuell gelagerter Unterschiede zwischen den einzelnen Natrium/Protonen-Austauschern von einem ähnlichen Prinzip in Regulation und Transport ausgeht, wurden Strukturuntersuchungen mit Hilfe der Kryo-Elektronenmikroskopie am bakteriellen Natrium/Protonen-Antiporter NhaA aus Escherichia coli durchgeführt, um die strukturelle Basis der pH-Wahrnehmung und die Translokation von Natrium in das Periplasma besser zu verstehen. Die vorliegende Röntgen- und EM-Struktur repräsentieren den inaktiven Zustand, weshalb der eigentliche Ablauf des Transportvorgangs bisher biochemisch herzuleiten war, da bislang keine Kristalle im aktiven Zustand gezüchtet werden konnten. Durch die in situ Inkubation von 2D-Kristallen konnten aktive Zustände des Proteins direkt auf dem EM-Netz induziert und kryo-elektronenmikroskopisch festgehalten werden. Einzelne Datensätzen wiesen Reflexe bis zu 5 Å auf. Aus den angefertigten Projektionsdichte- und Differenzkarten ergaben sich pH- und Natrium-abhängige Konformationsänderungen. Die Röntgenstruktur wurde mit Hilfe des Molekularen Ersatzes in die EM-Struktur eingepasst und diente der Zuordnung und Interpretation der beobachteten Zustände als Basis. Die pH-abhängige Konformationsänderung wurde einem mit der funktional wichtigen Helix 9 assoziierten Bereich zugeordnet, welcher durch die Röntgenstruktur nicht definiert ist und wahrscheinlich die fehlenden Aminosäuren des regulatorisch relevanten N-Terminus enthält. Die beobachtete Konformationsänderung stellt das Entstehen einer besser geordneten Struktur dar und geht mit der pH-regulierten Aktivierung von NhaA zwischen pH 6 und 7 einher, weshalb dieser Bereich des Proteins zumindest als Bestandteil des sogenannten pH-Sensors betrachtet werden kann. Nach der vollständigen Aktivierung durch den pH-Wert, welche der folgenden Natrium-abhängigen Konformationsänderung vorauslaufen muss, konnte beobachtet werden, dass die Präsenz von Natrium im Rahmen der Ionentranslokation eine Bewegung des periplasmatischen Teils von Helix 4 induziert. Es wäre interessant, eine tiefergehende und genauere Charakterisierung der beobachteten Konformationsänderungen durch die Erstellung einer dreidimensionalen EM-Dichtekarte zu ermöglichen. Des Weiteren hat die eingehendere Untersuchung des röntgenkristallographischen Monomers nach der Einpassung in das physiologisch vorliegende Dimer der EM-Struktur sowohl eine für Membranproteine neuartige „Joint β-Sheet“ Dimerisierungsdomäne im Periplasma, als auch eine Verzahnung von Helix 7 und 9 an der Monomer-Monomer-Grenze aufgezeigt. Diesen Charakteristika kommt wahrscheinlich eine tragende Rolle in der Dimerisierung von NhaA zu, was durch weitere Untersuchungen im Rahmen einer Mutagenesestudie unter Einbeziehung der periplasmatischen β-Haarnadelstrukturen überprüft werden sollte.
Transport of proteins into or across cellular membranes is mediated by the conserved and ubiquitous Sec-machinery. The Sec-homologue in the inner membrane of Escherichia coli is SecYEG. Sec-mediated insertion of numerous membrane proteins is aided by YidC, another protein integral to the inner membrane of Escherichia coli. YidC fulfils in addition the integration of a variety of membrane proteins Sec-independently. It belongs to a conserved but structurally uncharacterised family of proteins important for membrane protein biogenesis and comprises homologues in mitochondria and chloroplasts. By modification of a former crystallisation protocol two-dimensional crystals of SecYEG were grown in presence of the signal sequence peptide of LamB. Recording of structural data by electron cryo-microscopy and calculation of a difference structure comparing a former SecYEG projection structure with the one of SecYEG crystallised in presence of the substrate revealed several new and vacant densities. These hint to signal peptide binding close to the translocation pore and to significant rearrangements in proximity to the lateral exit site for transmembrane domains in SecYEG. The difference structure suggests that dimeric SecYEG is an asymmetric molecule consisting of one active and one inactive SecYEG monomer. Detergent removal from a mixture of purified YidC and lipids produced two-dimensional crystals that were highly dependent on the ionic strength and lipid composition for their growth. Electron cryo-microscopy on the frozen-hydrated crystals and image processing visualised structural details at about 10 Å resolution. Averaging two alternative projection structures in p2 and p121_a symmetry, respectively, yielded essentially the same features. Four YidC monomers form one unit cell (dimensions 82 x 71 Å, included angle 85 ° and 90 °, respectively) and seem to be arranged as two sets of dimers integrated in an anti-parallel fashion into the membrane. An area of low density in the centre of each YidC monomer resembles possibly a constriction of the membrane, which could have particular relevance for the integration of substrate proteins into the lipid bilayer.
Glutamat ist der häufigste Neurotransmitter im menschlichen Hirn. Die Konzentration des Glutamats in der extrazellulären Flüssigkeit wird durch Glutamat-Transporter (Sekundärtransporter) kontrolliert. Liegt es in zu hoher Konzentration im synaptischen Spalt vor, kommt es zur Schädigung von Nervenzellen, ein Prozess, der als Exzitotoxizität bezeichnet wird. Eine Fehlfunktion oder fehlerhafte Produktion der Glutamat-Transporter im zentralen Nervensystem wird bei verschiedenen Krankheiten, wie der amyotrophen Lateralsklerose, der Ischämie, der Epilepsie, der Schizophrenie und der Alzheimer-Krankheit vermutet. Ziel dieser Arbeit war die Funktions- und Strukturanalyse der Glutamat-Transporter GLT-1 aus Rattus norvegicus und GltP aus E. coli, um die Familie der Glutamat-Transporter und die Entstehung der mit diesen Transportern in Verbindung gebrachten Krankheiten besser zu verstehen. Um die für diese Analysen gebrauchten Mengen an Protein herzustellen, mussten die Proteine heterolog produziert werden, da sie in natürlichen Geweben nicht in ausreichender Menge vorkommen. In dieser Arbeit wurde Glutamat-Transporter GLT-1 aus Rattus norvegicus funktional mit dem Semliki Forest Virus Expressionssystem überproduziert. Dazu wurden verschiedene Vektorkonstrukte hergestellt. Die routinemäßige Überproduktion des Transporters wurde im 8 l - Maßstab durchgeführt. In Zellen, die für die Produktion von GLT-1 mit rekombinanten, aktiven SF-Viren infiziert wurden, konnte eine sehr hohe Aktivität des Glutamat-Transporters nachgewiesen werden. Die Menge des hergestellten GLT-1 wurde in Bindungsexperimenten mit (2S,4R)-4-Methylglutamat quantifiziert: jede Zelle enthielt 3,5 x 106 Transporter: 61,04 pmol GLT-1/mg Gesamtprotein. Das entspricht einer Ausbeute von etwa 2-3 mg/8 l Zellkultur. Die hier durchgeführte Überproduktion des GLT-1-Glutamat-Transporters ist die erste Überproduktion eines eukaryotischen Sekundärtransporters mit dem Semliki Forest Virus Expressionssystem, bei dem große Mengen an aktivem Protein hergestellt werden konnten. Zudem ist die Ausbeute an funktionalem GLT-1 mit 61 pmol/mg Gesamtprotein verglichen mit den in der Literatur vorliegenden Daten zur Überproduktion eukaryotischer sekundärer Transporter mit anderen Expressionssystemen die höchste, die bis dato erreicht werden konnte. Der größte Anteil des heterolog produzierten GLT-1 war glykosyliert. Die gelelektrophoretische Analyse des aufgereinigten Transporters ergab zwei Banden, die ein apparentes Molekulargewicht von etwa 70-75 kDa und etwa 53-58 kDa hatten. In einer Western-Blot-Analyse konnten beide Banden des GLT-1-Transporters mit einem anti-His-Antikörper und einem anti-GLT-1-Antikörper nachgewiesen werden. Durch Deglykosylierung mit PNGase F und einer Trennung beider Banden durch Lektin-Affinitätschromatographie konnte gezeigt werden, dass es sich bei der 70-75 kDa-Bande um die glykosylierte Form und bei der 53-58 kDa-Bande um die nicht glykosylierte Form des Glutamat-Transporters handelte. Es wurde gezeigt, dass zwischen der Aktivität des GLT-1 und dessen Glykosylierung kein Zusammenhang besteht. Denn beide Formen lagen als vollständige, funktionale Transporter vor und transportierten nach Rekonstitution in Liposomen Glutamat. Der prokaryotische Glutamat-Transporter GltP aus E. coli wurde in dem E. coli-Stamm C43 (DE3) überproduziert. Die Ausbeute war etwa 2 mg pro Liter Kultur. Die Funktionalität des Transporters nach Rekonstitution in Lipidvesikel wurde durch spezifische Aufnahme von Glutamat gezeigt. Für die Solubilisierung beider Transporter aus den Zellmembranen wurden verschiedene Detergentien getestet. GltP ließ sich am besten mit DM oder DDM aus der Membran extrahieren, für die Solubilisierung des GLT-1 wurde mit großer Effizienz DDM oder CYMAL-7 eingesetzt. GltP und GLT-1 wurden mit einer Ni2+-NTA-Affinitätschromatographie in großer Menge und hoher Reinheit angereichert werden. Die Aufreinigungsprozedur beeinträchtigte nicht die Funktionalität des prokaryotischen GltP. Bei dem eukaryotischen Transporter GLT-1 war nach der Ni2+-NTA-Säule keine Transportaktivität mehr messbar. Durch Zusatz von Asolectin in den Wasch- und Elutionspuffern während der Aufreinigung konnte die Funktionalität des Transporters jedoch erhalten werden. Aufreinigungen mit anderen Lipiden unter anderem in Kombination mit Cholesterin lieferten einen Glutamat-Transporter, der in seiner Konformation stabilisiert, jedoch nach Rekonstitution nicht aktiv war. Eine weitere Steigerung der Ausbeute an aktivem GLT-1 konnte durch den Einsatz von Reduktionsmitteln, wie DTT oder b-Mercaptoethanol, die die Aggregation des Transporters verhinderten, erreicht werden. GltP katalysiert den elektrogenen Transport von Glutamat bzw. Aspartat unter Symport von mindestens zwei Protonen. GLT-1 transportiert ein Molekül Glutamat zusammen mit drei Na+-Ionen und einem Proton im Austausch gegen ein K+-Ion. Durch Transportmessungen konnte der hochspezifische Glutamat-Transport der aufgereinigten Transporter belegt werden. Der Glutamat-Transport des in Liposomen rekonstituierten GltP zeigte eine klare Abhängigkeit von einem anliegenden Protonengradienten. Aufgereinigtes und rekonstituiertes GLT-1 transportierte nur Aspartat bzw. Glutamat, wenn ein Na+ und ein K+-Gradient vorhanden waren. Die Aspartat- bzw. Glutamat-Aufnahme konnte bei beiden Transportern durch den kompetitiven nichttransportablen Inhibitor (2S,4R)-4-Methylglutamat blockiert werden. Der Assoziationsgrad der Glutamat-Transporter GltP und GLT-1 und das Gleichwicht zwischen den verschiedenen oligomeren Zuständen wurde in dieser Arbeit eingehend mit biochemischen Methoden untersucht: 1. „Cross-linking“-Studien, 2. Blaue Nativgelelektrophorese, 3. Analytische Ultrazentrifugation, 4. Laserlichtstreuung, 5. Gelfiltrationschromatographie. Die dabei erhaltenen Ergebnisse bewiesen eine tetramere Assoziierung beider Proteine. Die Gelfiltrationsexperimente zeigten, dass die Transporter in Detergenzlösung in unterschiedlichen Assoziationsgraden vorliegen. Das Gleichgewicht zwischen den oligomeren Formen war reversibel und abhängig von der Art und Konzentration des Detergenz, der Proteinkonzentration und der Temperatur. Zur Untersuchung der Struktur der Glutamat-Transporter wurden vor allem mit GltP zahlreiche 2D-Kristallisationsexperimente durchgeführt. Trotz Variation aller denkbar möglichen Parameter konnten keine Kristalle erhalten werden. Das beste Ergebnis war ein guter Einbau des Proteins in Lipidvesikel (etwa 80%). Da keine Kristalle erhalten wurden, wurde für beide Proteine eine Einzelpartikelanalyse durchgeführt. Dabei wurde nach zweidimensionaler Alignierung und Klassifizierung die „random conical tilt“-Methode angewendet. Die daraus resultierenden dreidimensionalen Dichtekarten des GltP und GLT-1 waren sehr ähnlich und wiesen vier nicht exakt symmetrische Massen in annähernd quadratischer Anordnung auf. Die Auflösung war 26 Å bzw. 36 Å. Die Größe der Einzelpartikel (für GltP: Höhe 37 Å, Breite 75 Å bzw. 86 Å, Länge 100 Å). ihre annähernd quadratische Anordnung und ihre Symmetrie lassen vermuten, dass es sich dabei um Tetramere der Glutamat-Transporter handelt, die aus zwei nicht symmetrischen Dimeren zusammengesetzt sind. Die hier präsentierten Daten sind die ersten zur dreidimensionalen Struktur von Glutamat-Transportern. Schließlich wurde nachgewiesen, dass der in BHK-Zellen heterolog exprimierte Glutamat-Transporter GLT-1 vorwiegend in „lipid rafts“ lokalisiert ist. Die Größe der „rafts“, die anhand der Größe der „Proteininseln“ in Gefrierbrüchen bestimmt wurde, war etwa 200 nm im Durchmesser. Die „GLT-1-Inseln“ bzw. „lipid rafts“ konnten durch das teilweise Entfernen von Cholesterin aus der Membran zerstört werden. Damit ging eine Reduktion der Glutamat-Transporter-Aktivität von etwa 20% einher. Es ist das erste Mal, dass „lipid rafts“ durch die natürliche Assemblierung von Proteinen mit Hilfe von Gefrierbruchanalysen und Elektronenmikroskopie beobachtet wurden.
This thesis investigates the structure of the translocase of the outer membrane (TOM) complex in mitochondria, focusing on the TOM holo complex through single-particle electron cryo-microscopy (cryoEM) complemented by mass spectrometry and computational structure prediction. Mitochondria, crucial for energy production in eukaryotic cells, import most of their proteins from the cytoplasm. These proteins enter through the TOM complex, which in its core form consists of a membrane-embedded homodimer of Tom40 pores, two Tom22 cytoplasmic receptors, and six small TOM stabilizing subunits (Tom7, Tom6, and Tom5). The holo complex includes two additional subunits, Tom70 and Tom20, whose stoichiometry and positioning are less understood due to their easy dissociation during isolation of the complex. CryoEM analysis revealed the high-resolution structure of the Neurospora crassa TOM core complex at 3.3 Å, containing all core subunits, and the presence of a central phospholipid causing the Tom40 dimer to tilt to 20°. Furthermore, a 4 Å resolution map indicated the binding of a precursor protein as it transitions through the translocation barrel. Finally, at 6-7 Å resolution, the structure of the TOM holo complex highlighted Tom20's flexibility as it interacts with the core complex, emphasizing its role in protein translocation. This work provides significant insights into the architecture and functioning of the TOM complex, contributing to the understanding of mitochondrial protein import mechanisms.
Inorganic phosphate is one of the most abundant and essential nutrients in living organisms. It plays an indispensable role in energy metabolism and serves as a building block for major cellular components such as the backbones of DNA and RNA, headgroups of phospholipids and in posttranslational modifcations of many proteins. Disturbances in cellular phosphate homeostasis have a detrimental effect on the viability of cells. There- fore, both the import and export of phosphate is strictly regulated in eukaryotic cells. In the eukaryotic model organism Saccharomyces cerevisiae, the uptake of phosphate is carried out either by transporters with high affinity or by transporters with low affinity, depending on the cytosolic phosphate concentration. While structures are available for homologues of the high-affinity transporters, no structures of low-affinity transporters have been solved so far. Interestingly, only the low-affinity transporters have a regulatory SPX domain, which is found in various proteins involved in phosphate homeostasis.
In this work, structures of Pho90 from Saccharomyces cerevisiae, a low-affinity phosphate transporter, were solved by cryo-EM, providing insights into its transport mechanism. The dimeric structure resembles the structures of proteins of the divalent anion symporter superfamily (DASS) and of mammalian transporters of the solute carrier 13 (SLC13) family. The transmembrane domain of each protomer consists of 13 helical elements and can be subdivided into scaffold and transport domains. The structure of ScPho90 in the presence of phosphate shows the phosphate binding site within the transporter domain in an outward-open conformation with a bound phosphate ion and two sodium ions. In the absence of phosphate, an asymmetric dimer structure was determined, with one protomer adopting an inward-open conformation. While the dimer contact and the scaffold domain are identical in both conformations, the transport domain is rotated by about 30° and shifted by 11 Å towards the cytoplasmic side, leading to the accessibility of the binding pocket from the cytoplasm. Based on these findings and by comparison with known structures, a phosphate transport mechanism is proposed in the present work that involves substrate binding on the extracellular side, conformational change by a rigid-body motion of the transport domain, in an "elevator-like" motion, and substrate release into the cytoplasm. The regulatory SPX domain is not well resolved in the ScPho90 structures, so that no direct conclusions were drawn about its regulatory mechanism. The findings provide new insights into the function and mechanism of eukaryotic low-affinity phosphate transporters.
While eukaryotic cells express various phosphate import proteins, most eukaryotes have only a single highly conserved and essential phosphate exporter. These exporters show no sequence homology to other transporters of known structure, but also possess a regulatory SPX domain. In this work, the structural basis for eukaryotic phosphate export is investigated by elucidating the structures of the homologous phosphate exporters Syg1 from Saccharomyces cerevisiae and Xpr1 from Homo sapiens, using cryo-EM. The structures of ScSyg1 and HsXpr1 show a conserved homodimeric structure and the transmembrane part of each protomer consists of 10 TM helices. Helix TM1 establishes the dimer contact by means of a glycine zipper motif, which is a known oligomerization motif. Helices TM2-5 form a hydrophobic pocket that has density for a lipid molecule. Whether the lipid binding into the hydrophobic pocket has an allosteric effect on the phosphate export activity or only serves protein stabilization is not known. Helices TM5-10 form a six-helix bundle, which constitutes a putative phosphate translocation pathway in its center. This bundle is formed by the protein sequence annotated as EXS domain.
The respective phosphate translocation pathways of ScSyg1 and HsXpr1 show structural differences. While the translocation pathway in HsXpr1 is accessible from the cytoplasm, in ScSyg1 it is closed by a large loop of the SPX domain. Interestingly, this loop is not conserved in higher eukaryotes and is therefore not present in HsXpr1. Another difference are distinct conformations of helix TM9. In ScSyg1, TM9 adopts a kinked conformation, which results in the translocation pathway being open to the extracellular side. In contrast, TM9 adopts a straight conformation in HsXpr1, resulting in the placement of a highly conserved tryptophane residue in the middle of the translocation pathway. As a result, the translocation pathway in HsXpr1 is closed to the extracellular side.