Biologische Hochschulschriften (Goethe-Universität)
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The melibiose permease (MelB) of E.coli functions as a secondary-active symporter by using the electrochemical H+, Na+, or Li+ gradient to accumulate, e.g., melibiose [review in Pourcher et al. 1990a]. The global and primary objective of this thesis was to apply pre-steady state methods for the investigation of reaction rates of individual steps in the cycle of MelB. Especially the melibiose binding induced transition was investigated by the solid-supported membrane (SSM) technique [Seifert et al. 1993] in combination with a rapid solution exchange system [Pintchovius and Fendler 1999] and with the Stopped-flow technique [Roughton 1934]. To approach this goal, either wild-type or mutated MelB were purified and reconstituted into liposomes as described [Pourcher et al. 1995]. Although the orientation of the proteins is a critical factor for the activity of MelB, it was, so far, unknown. To determine the orientation of the proteins in the liposomes, single Cys mutants R139C and R141C [Abdel-Dayem et al. 2003] were selectively labeled with 3-(N-maleimidylpropionyl)biocytin (MPB) and analyzed by SDS-PAGE and Western Blot. The assay indicated that most of the proteins are inside-out (ISO) oriented permitting to relate the pre-steady state electrical and fluorescence signals to the reverse transport activity of MelB. The melibiose induced electrical signal was investigated in wild-type MelB with the SSM technique. The transporter was activated by a substrate concentration jump, and transient currents were measured. When the transporter was preincubated with Na+ at saturating concentrations, a charge translocation in the protein upon melibiose binding could still be observed. This result demonstrates that binding of the uncharged substrate melibiose triggers a charge displacement in the protein. Further analysis showed that the charge displacement is neither related to extra Na+ binding to the transporter, nor to the displacement of already bound Na+ within MelB. Electrogenic melibiose binding is explained by a conformational change with concomitant displacement of charged amino acid side chains and/or a reorientation of helix dipoles. A kinetic model is suggested, in which Na+ and melibiose binding are distinct electrogenic processes associated with approximately the same charge displacement. Melibiose binding is fast in the presence of Na+ (k > 50 s-1). Furthermore, two previously identified transport deficient mutants of loop 4-5, R141C and E142C [Abdel-Dayem et al. 2002, Séry 2002], were purified and extensively studied with the SSM. Whereas the electrical signals from control cysteine-less mutant showed a bi-exponential time course of decay, those from R141C or E142C consisted of only a single fast exponential component, and the slow decaying component associated with substrate translocation was missing. The electrical signals evoked by a melibiose concentration jump in the presence of Na+ were much smaller than the corresponding signals in C-less MelB. Furthermore, R141C lost the stimulating effect of melibiose on Na+ binding. Steady-state Trp fluorescence spectroscopy revealed impaired conformational changes after melibiose binding in the mutants and fluorescence resonance energy transfer (FRET) measurements indicated that the mutants still show cooperative modification of their sugar binding sites by Na+. These data suggest that loop 4-5 contributes to the coordinated interactions between the ion- and sugar binding site and participates in conformational changes after melibiose binding that are essential for the subsequent obligatory coupled translocation of substrates. By using the Stopped-flow technique, three different approaches were followed. First, the intrinsic Trp fluorescence of MelB, known to increase upon melibiose binding [Mus-Veteau et al. 1995], revealed a signal with a T 1 of ~15 ms in C-less. This time constant is of the same order of magnitude as that determined with the SSM method suggesting that Trp fluorescence and electrical signal are related processes. Conformation for this assumption came from the fact that the activation energies Ea for both processes are similar (around 45 KJ/mol). Second, by using the fluorescent sugar analog Dns2-S-Gal, which monitors events close to the sugar binding site [Maehrel et al. 1998], a signal with a T 1 of ~18 ms was recorded upon Na+ addition. Finally, the fluorescent dye MIANS was used to selectively label the single Cys mutant E365C of loop 10-11. Stopped-flow measurements revealed a melibiose-induced fluorescent signal with a T 1 of 45 ms. Since electrical measurements with the MIANS-labeled E365C excluded the possibility that the label is responsible for the slower kinetics, the conformational change detected by the MIANS fluorescence was assigned to a slow transition in the cycle of MelB after melibiose binding. Ea was determined to be 96 KJ/mol corroborating, thus, the hypothesis of a different process. In conclusion, it was possible to correlate the electrical and fluorescence signals to partial reactions of the transport cycle and to determine their rate constants. According to this new model, the melibiose-induced signal detected with the Trp and electrical measurements corresponds to a step preceding the carriers’ reorientation (3 <-> 3*, k ~ 65s-1), and the melibiose-induced signal detected with the MIANS fluorescence to the reorientation itself (3* <-> 4, k ~ 20s-1).
Die G/F-Transition zytoskelettärer Elemente bildet die molekulare Basis zur Kontrolle der Zellform, Motilität, Migration und Invasivität von Zellen. Die Änderungen der Filamentlängen werden durch bindende Proteine kontrolliert, wodurch sich die viskoelastischen Eigenschaften des Zytoplasmas ändern. Die Kenntnis der mechanischen Eigenschaften der einzelnen Zytoskelettelemente in vitro (mit und ohne bindende Proteine) ist die Grundlage zum Verständnis der Zellmechanik. Daher wurde eine nicht destruktive Methode zur Bestimmung viskoelastischer Eigenschaften von Gelen und Flüssigkeiten entwickelt. Als Viskositätssensor dient ein kleines Glasstäbchen, welches in der zu untersuchenden Flüssigkeit in seiner Resonanzfrequenz schwingt. Aufgrund der Zähigkeit der Flüssigkeiten kommt es zur Mitbewegung angrenzender Flüssigkeitsschichten. Die Eindringtiefe der erzeugten Scherwellen ist eine Funktion der Viskosität und der Dichte der Flüssigkeit. Die extrem kleinen Auslenkungen (1100 nm) des Sensors werden von einem phasensensitiven akustischen Mikroskop detektiert, welches gleichzeitig die Detektion des Elastizitätsmoduls der Flüssigkeit ermöglicht. Nach Aufbau und Weiterentwicklung des Gerätes wurde die Viskoelastizität während der Polymerisation von Aktin, Tubulin und Neurofilamentprotein gemessen sowie während der Interaktion der Polymere mit einer Reihe spezifisch bindender Proteine, wie z.B. aAktinin, Profilin, Glykolyseenzyme, MAPs bzw. Zellgiften wie Cytochalasin D, Phalloidin, Colchizin und Taxol. Im Vergleich zu FAktinlösungen ist die dynamische Viskosität von Mikrotubulilösungen um eine Zehnerpotenz und die Schallgeschwindigkeit um etwa 100 m/s höher. Die Viskoelastizität von Nicht-Muskelaktin ist im Vergleich zu Muskelaktin etwa dreimal höher. Die steadystate-Viskositäten von F-Aktin und Mikrotubulilösungen nähern sich mit steigender Proteinkonzentration einem Maximalwert an, wohingegen die Elastizitäten sich einem Minimalwert annähern, was auf eine nematische Phasentransition zurückzuführen ist. Der Schallgeschwindigkeitsverlauf während der Polymerisation von Aktin und Tubulin ist biphasisch: er nimmt zunächst vor messbaren Viskositätsänderungen zu, was hinsichtlich des Aktins auf eine Zunahme steifer Aktinprimer und hinsichtlich des Tubulins auf die Bildung oligomerer Strukturen mit hoher intrinsischer Steifigkeit zurückzuführen ist. Für Proteinkonzentrationen >20 µM fällt dann die Schallgeschwindigkeit nach dem Erreichen des Viskositätsmaximums ab, was durch eine erhöhte Volumenkompressibilität infolge zunehmender Hydratation der Polymere begründet ist. Versuche mit polymerisationsfördernden bzw. depolymerisierenden Agenzien wie Taxol bzw. Colchizin und Kalzium zeigen, dass die hohe Elastizität von Mikrotubulilösungen durch die intrinsische Elastizität der Tubulinoligomere dominiert wird. Die Viskosität von Mikrotubuli mit assoziierten MAPs (MTP) ist im Vergleich zu FAktin ungefähr doppelt so hoch und im Vergleich zu PC-Tubulin ungefähr dreimal niedriger. Die Elastizität von MTP ist im Vergleich zu FAktin durchschnittlich 4 % höher und 3 % niedriger im Vergleich zu MAP-freien Mikrotubuli. Die Assoziationen von Neurofilamenten an Mikrotubuli induzierte einen Viskositätsanstieg, während die Elastizität fiel, was auf eine Destabilisation der Mikrotubuli während der Interaktion zurückzuführen ist. Die Destabilisation ist möglicherweise eine Folge einer GTP-Hydrolyse durch die an den Neurofilamenten assoziierte GTPase. Neben den zeitlich voneinander unabhängigen Verläufen der Schallgeschwindigkeit und der Viskosität konnte mit Hilfe der Detektion der Schalldämpfung während der Polymerisation von Aktin eine weitere zeitlich unabhängig verlaufende Kinetik bestimmt werden, welche mit der Quervernetzung und der Filamentlänge zusammenhängt. Die Schalldämpfung von Neurofilamenten ist im Vergleich zu F-Aktin etwa 10mal höher. Während der Polymerisation von Tubulin, mit und ohne MAPs, konnte aufgrund hoher Schallreflektionen, bedingt durch die festkörperähnlichen Strukturen, keine klar definierte Schalldämpfungskinetik bestimmt werden. Die Elastizität von Aktingelen (1 mg/ml) hängt nicht mit der Deformationsfrequenz (0,0533 kHz) zusammen. Nach der Zugabe von a-Aktinin steigt jedoch die Elastizität mit der Frequenz gemäß dem Verhalten eines elastischen Körpers an. Auch durch die Zugabe hoher ATP-Konzentrationen (2 mM) kann die Elastizität von Aktin erhöht werden. Impulsartige Modulationen der Schwingungsamplitude von ± 30 nm senkten die Viskosität von Aktingelen (< 25 µM) um 50 %, was auf ein Zerschlagen und Umorientieren von Filamenten zurückzuführen ist. Durch die Zugabe von aAktinin waren diese Viskositätsänderungen siebenmal niedriger. Die Viskosität von Aktingelen > 50 µM konnte durch impulsartige Erhöhungen der Schwingungsamplitude (> 40 nm) nicht verringert werden. Ebenso wurden die Viskositäten von Tubulingelen (15100 µM) und Neurofilamentlösungen (> 0,5 µM) durch impulsartige Deformationen im Nanometerbereich (10100 nm) nicht beeinflusst. Niedrige Profilinkonzentrationen (Aktin:Profilin 1) fördern die Polymerisation von Mg 2 bgGAktin. Ebenso führt die Zugabe von Profilin (Aktin:Profilin = 1:1) zu bereits polymerisiertem Aktin zu einer Viskositätszunahme. Profilin im Überschuss (Aktin:Profilin = 1:5) hemmt die Polymerisation von Mg 2 bgG Aktin. Im Gegensatz zu Muskelaktin verliert NichtMuskelaktin nach einiger Zeit (> 40 Minuten) seine Elastizität. Dieser Elastizitätsverlust kann durch die Zugabe von Profilin verzögert werden. Nach der Zugabe geringer Profilinkonzentrationen zu bgAktin wurde anhand von EM-Aufnahmen vermehrt nicht filamentöse Aktin-Aggregate gezeigt, welches besonders hohe Elastizitätswerte aufwies. Zusammen mit den rheologischen Befunden für Aktin und Mikrotubulilösungen kann geschlossen werden, dass nicht filamentöse Formen zytoskelettärer Elemente (Tubulinoligomere, Aktintrimere, GAktincluster) in hohem Maße zur Elastizität von Zellen beitragen. Hexokinase fördert die Polymerisation von Aktin. In Gegenwart hoher ATP-Konzentrationen wirkt sie durch Fragmentierung von Aktinfilamenten elastizitätsmindernd. In Gegenwart von Glukose wird dieser Effekt aufgehoben. LDHH 4 fördert in Gegenwart ihres Coenzyms NADH die Polymerisation von Aktin. Gibt man zusätzlich Pyruvat hinzu, so wird dieser Effekt nahezu umgekehrt. Unter diesen Bedingungen ist ferner die Enzymaktivität der LDHH 4 eingeschränkt. Umgekehrt fördert die LDHH 4 in Gegenwart von Laktat und NAD die Polymerisation von Aktin, wobei gleichzeitig die Enzymaktivität der LDHH 4 erhöht ist. Diese Befunde sprechen für eine deutliche Reziprozität zwischen LDHH 4 und Aktin. Aldolase reduziert deutlich die Viskoelastizität von F-Aktin, was in der Bildung von F-Aktin-Aldolase Parakristallen begründet ist. Die Zugabe des Substrates FBP erhöht hingegen die Viskoelastizität von F Aktin. Der Effekt hängt jedoch davon ab, ob Magnesium-Ionen an den Aldolase-G-Aktin-Komplex binden. Wird Aldolase zu polymerisierendem Aktin zugegeben, so bleibt die Viskosität der Lösung unverändert, während die Elastizität zunimmt. In diesem Falle wird die Steifigkeit der Filamente durch die Anla gerung der Aldolase erhöht. Zytosolische, nichtmembrangebundene Enzyme, wie die Aldolase, Hexokinase und LDH binden demnach an F-Aktin und modulieren seine Mechanik. Das Ausmaß der Modulation hängt von der Konzentration der Enzyme sowie der Gegenwart der jeweiligen Substrate ab. Ferner moduliert Aktin reziprok die Aktivität der Enzyme.