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Today the structure of photosystem II, which is the enzyme responsible for the evolution of molecular oxygen by plants, algae and cyanobacteria, is known up to a resolution of about 3.0 Å in cyanobacteria (Loll et al., 2005). Photosystem II of higher plants, which shows some differences compared to the photosystem II of cyanobacteria, is not resolved in such high detail, yet (8-10 Å) (Rhee et al., 1998; Hankamer et al., 2001a). Therefore, the molecular structure of PSII of higher plants and its adjacent antenna complexes remains in the focus of the current research. One of the major problems when working with photosystem II is its relative instability during isolation. Together with the antenna proteins and several other proteins, some of which still have an unclear function, PSII forms a huge multi-protein-complex, which tends to fall apart during classical preparation methods. In order to achieve a faster and milder method of purification for PSII, four different His-tags have been added to one of the subunits of PSII. The gene targeted in this study is called psbE and codes for the α-chain of cytochrome b559, an integral part of PSII. The gene for PsbE is encoded in the chloroplast genome. The His-tags, which were employed in this work, consist of six or ten consecutive histidine aminoacid residues, which were fused to the N-terminus of the protein, either with or without a cleavage site for the protease “Factor Xa”. The N-terminus of PsbE is located on the more accessible stromal side of the thylakoid membrane. After inserting the psbE gene in a vector plasmid, in which the recognition site for the restriction endonuclease SacI had been eliminated, the different His-tags were generated by PCR with purposefully altered primers. In a final cloning step, a gene, which confers resistance to the antibiotics spectinomycin and streptomycin, was added to the DNA construct. Subsequently, the so-called biolistic transformation method (“gene gun”) was applied to introduce this genetically engineered plasmid DNA to Nicotiana tabacum chloroplasts (Bock & Hagemann, 2000). Through the processes of homologous recombination that take place in the chloroplast, the plastid encoded wildtype psbE gene was replaced by its His-tag containing counterparts. After several rounds of regenerating plants on antibiotic-containing medium, successful transformation was confirmed through PCR methods. By self fertilisation of fully regenerated plants, seeds were produced from tobacco strains, which carried only the mutated psbE gene. Plants cultivated from these seeds showed no distinctive phenotype under the chosen growth conditions, in respect to wildtype plants. The presence of the His-tag in this F1 generation was again confirmed with PCR methods. Measurements of oxygen evolution and pulse amplitude modulated fluorescence (PAM), carried out with preparations of wildtype and transgenic tobacco strains, revealed no differences for photochemical or non-photochemical quenching between both types. However, the oxygen evolution capacity of transgenic tobacco thylakoids compared to the wildtype was significantly reduced, although the chlorophyll content in relation to the leaf area was almost identical. This hints at a reduced amount of photosystem II complexes in the thylakoid membranes of transgenic tobacco. This alteration could be related to the mutation of cytochrome b559, because, amongst other functions, this subunit was shown to be important for the assembly of photosystem II (Morais et al., 1998). If solubilised thylakoid preparations of His-tagged plant strains were applied to a Ni-NTA column, photosystem II was selectively bound to the matrix. After washing away most of the contaminations, photosystem II core complexes could be eluted with imidazole-containing buffer. Photosystem II prepared in this way, displayed a drastic reduction of the peripheral light-harvesting complexes (LHCI & LHCII) and photo-system I reaction centres. This could be demonstrated by the loss of chlorophyll b and xanthophyll bands (LHCs) in absorption spectra, a small blue-shift of the chlorophyll a Qy absorption (PSI) and the respective band patterns in polyacrylamide gel electro-phoresis. The photosystem II complexes prepared in this way can now be put to use in different structural studies, like two-dimensional or three-dimensional crystallisation and spectroscopic measurements. Another photosynthetic pigment-protein complex of interest is the fucoxanthin-chlorophyll a/c-binding protein of diatoms, because eukaryotic algae, like diatoms, are important factors of oceanic ecosystems and account for a large part of marine biomass production. In order to facilitate ultra-fast time-resolved transient absorption spectroscopy and subsequent modelling of the kinetic traces, FCPs were prepared by sucrose-gradient ultra-centrifugation and their pigment stoichiometries determined by HPLC. Combining the spectroscopic data (Papagiannakis et al., 2005) with protein sequence alignments (Eppard & Rhiel, 1998) and the structure of the homologous higher plant LHCIIb (Kühlbrandt et al., 1994), a hypothetical model for the structure of FCP could be proposed (Fig. IV.3)
In der vorliegenden Arbeit konnte die β-Carotin-Ketolase aus dem Cyanobakterium Synechocystis PCC 6803 nach heterologer Expression in E. coli gereinigt und enzymatisch charakterisiert werden. Die Funktion der β-Carotin-Ketolase wurde in vivo durch Komplementierung von β- Carotin-produzierenden E. coli-Transformanten überprüft. Die β-Carotin-Ketolase agierte hier auch als Diketolase und synthetisierte sowohl Echinenon als auch Canthaxanthin. Untersuchungen der Substratspezifität der β-Carotin-Ketolase in vivo und in vitro ergaben, daß nur Carotinoide erkannt werden, die einen β-Iononring ohne Hydroxygruppe in Position C3 aufwiesen. So wurden die Carotinoide β-Carotin, Echinenon, β-Cryptoxanthin und α-Carotin als Substrate erkannt und zu Echinenon, Canthaxanthin, 3’-Hydroxyechinenon und 4-Keto-α-Carotin umgesetzt. Zeaxanthin, 3’-Hydroxyechinenon, 4-Ketozeaxanthin sind keine Substrate der β-Carotin-Ketolase. Die β-Carotin-Ketolase kann einen ε-Iononring, wie in α-Carotin, nicht modifizieren. Die β-Carotin-Ketolase mit einer apparenten Molmasse von 61 kDa wurde durch pPQE30crtO und pPEU30crtO als rekombinantes Polypeptid mit sechs N-terminalen Histidinen in E. coli heterolog exprimiert. Die kinetischen Parameter der β-Carotin-Ketolase konnten in in vitro-Enzymaktivitätstests bestimmt werden. Der KM-Wert für das Substrat β-Carotin lag bei 41,6 μM und der dazugehörende Vmax-Wert bei 1,318 μmol mg-1 h-1. Für das Substrat Echinenon wurde ein KM-Wert von 35,3 μM und ein Vmax-Wert von 0,339 μmol mg-1 h-1 ermittelt. Die Spezifität der β-Carotin-Ketolase war für β-Carotin dreimal höher als für Echinenon. Es konnte keine Kofaktorabhängigkeit nachgewiesen werden, aber eine starke Abhängigkeit der β-Carotin-Ketolase von molekularem Sauerstoff. Die Zugabe des Detergenz Nonidet P-40 in in vitro-Enzymaktivitätstests erhöhte die enzymatische Aktivität der β-Carotin-Ketolase deutlich. Durch die Metallionen-Affinitätschromatographie konnte das Enzym annährend zur Homogenität (93%) unter Erhalt seiner enzymatischen Aktivität gereinigt werden. Dabei blieb die enzymatische Aktivität der β-Carotin-Ketolase nicht nur erhalten, sondern steigerte sich im Vergleich zur Aktivität in der cytosolischen Fraktion um den Faktor 4,5. Die funktionelle Expression der β-Carotin-Ketolase in höheren Pflanzen Nicotiana tabacum, N. tabacum CrtZ Linie U3, N. glauca und Solanum tuberosum Baltica 47-18 erfolgte unter der Kontrolle des konstitutiven CaMV 35S-Promotors. Außer in der Transformante N. glauca CrtO schien die Integration der Ketolase in das Genom der Pflanzen und die Expression von CrtO die Fitness der Transformanten, gemessen am Chlorophyllgehalt und der photosynthetischen Effizienz, nicht negativ beeinflußt zu haben. Der Gesamtcarotinoidgehalt in den Blättern von N. tabacum CrtO und N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO änderte sich trotz der Integration des crtO-Gens kaum im Vergleich zu den Wildtypen. In Blättern von S. tuberosum Baltica 47-18 CrtO konnte eine leichte Erhöhung des Gesamtcarotinoidgehaltes beobachtet werden. Dagegen kann es in Blättern von N. glauca CrtO zu einer Verdoppelung des Carotinoidgehaltes bei gleichzeitig halbiertem Chlorophyllgehalt. In den Blättern akkumulierten Ketocarotinoide mit Anteilen von 5% in N. tabacum CrtO, 12% in S. tuberosum Baltica 47-18 CrtO, 18% in N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO und 16-33% in N. glauca CrtO. Die Anteile der synthetisierten Ketocarotinoide setzten sich in den Blättern von N. tabacum CrtO und N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO aus Echinenon, 3’-Hydroxyechinenon und Ketolutein zusammen, während in Blättern von N. glauca CrtO und S. tuberosum Baltica 47-18 CrtO Echinenon, 3’-Hydroxyechinenon und 4-Ketozeaxanthin enthalten waren. In Nektarien von N. tabacum CrtO und N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO wurde der Gesamtcarotinoidgehalt verdoppelt bis verdreifacht im Vergleich zu den Nektarien des entsprechenden Wildtyps. Es akkumulierten Echinenon, 3’-Hydroxyechinenon, 4-Ketozeaxanthin und Ketolutein. Dabei enthielten die Nektarien von N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO die meisten Ketocarotinoide. Die Nektarien von N. glauca CrtO enthielten deutlich weniger Ketocarotinoidanteile, obwohl der Gesamtcarotinoidgehalt fast dreimal so hoch ist wie in N. tabacum CrtO und N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO. Es akkumulierten nur Echinenon, 3’-Hydroxyechinenon und Ketolutein. Die anderen Blütenorgane von N. glauca CrtO wiesen deutlich höhere Anteile an Ketocarotinoiden auf, zeigten aber wie die Nektarien gegenüber dem Wildtyp keine deutlichen Unterschiede im Gesamtcarotinoidgehalt. Für die Synthese von Astaxanthin war eine Interaktion zwischen der β-Carotin-Hydroxylase und der β-Carotin-Ketolase von entscheidender Bedeutung. Die Akkumulation von „Intermediaten“ der Astaxanthin-Biosynthese in N. tabacum CrtO, N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO und N. glauca CrtO wies auf eine erfolgreiche Interaktion hin. Einzig in den Knollen der CrtO-Transformanten von S. tuberosum Baltica 47-18 konnte Astaxanthin mit einem Anteil von 2% am Gesamtcarotinoidgehalt nachgewiesen werden. Die Nektarien N. tabacum CrtZ Linie U3 CrtO erwiesen sich neben den Knollen als am besten für die Produktion von ketolierten und hydroxylierten Carotinoiden. Die Transformation von N. glauca mit einem Gen der Carotinoidbiosynthese wurde in der vorliegenden Arbeit erstmals durchgeführt, zeigte aber nicht die erwartete Produktion größerer Mengen an Ketocarotinoiden in Kronblättern. Außerdem ist es in der vorliegenden Arbeit erstmals gelungen, in der Kartoffelknolle durch die Einführung einer cyanobakteriellen β-Carotin-Ketolase die Biosynthese von Ketocarotinoiden zu etablieren, um das für die Ernährung wichtige Ketocarotinoid Astaxanthin zu akkumulieren.