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Bei einigen Krankheiten bekommt die Knochenmarkstransplantation bzw. die Transplantation peripherer Blutstammzellen als Therapiemöglichkeit eine wachsende Bedeutung. Trotz aller Fortschritte birgt diese Therapieform die Gefahr von schwer zu kontrollierenden Komplikationen (Graft-versus-Host-Krankheit, Host-versus-Graft-Krankheit, lebensbedrohliche Infektionen), die die Behandlungsmöglichkeiten einschränken. Die Eigenschaften und Fähigkeiten von Natürlichen Killer-Zellen (NK-Zellen) eröffnen vielversprechende Möglichkeiten, die Komplikationen einer Stammzelltransplantation besser zu kontrollieren. Dafür ist es notwendig, NK-Zellen in möglichst reiner Form und ausreichender Menge bereitzustellen. Seit einigen Jahren stehen verschiedene immunomagnetische Antikörper zur Verfügung, mit denen Zellen gezielt selektiert oder depletiert werden können. Allerdings sind die Herstellerangaben zu Versuchsbedingungen an experimentellen Ansätzen orientiert. Um die Antikörper im klinischen Bereich in entsprechenden Größenordnungen einzusetzen, sind Versuchsansätze in klinischen Größenmaßstäben nötig. In dieser Arbeit wird eine Methode zur immunomagnetischen T-Zell-Depletion bei der Herstellung von NK-Zell-Präparaten untersucht. Mit Hilfe von monoklonalen Antikörpern werden Zellen immunomagnetisch markiert und in einem starken Magnetfeld getrennt. Es wird ein etablierter Einzelantikörper („CD3 MicroBeads“) mit einem neuen Antikörper Kit („NK isolation kit“) verglichen. In der Versuchsreihe sollen die Wahl des Antikörpers, die Antikörpermenge, und die Flussgeschwindigkeit durchs Magnetfeld (Auftraggeschwindigkeit) hinsichtlich ihres Einflusses auf die T-Zell-Depletion, die T-Zell-Restkontamination nach Depletion und den NK-Zell-Ertrag untersucht werden. Bei einem der verwendeten Antikörper („NK isolation kit“) interessiert außerdem die NK-Zell-Reinheit des resultierenden NK-Zell-Präparates. Während die T-Zell-Depletion mit dem „NK isolation kit“ tendenziell größer ist als mit „CD3 MicroBeads“, unterscheiden sich beide Antikörper nicht signifikant in der T-Zell-Restkontamination. Mit „CD3 MicroBeads“ kann allerdings eine verlässlichere T-Zell-Restkontamination mit einer geringeren Schwankungsbreite der Ergebnisse erreicht werden. Weiterhin liefern „CD3 MicroBeads“ einen signifikant höheren NK-Zell-Ertrag, da mit dem „NK isolation kit“ abhängig von der eingesetzten Antikörpermenge und der damit zusammenhängenden Antikörperkonzentration mehr NK-Zellen in der magnetischen Trennsäule verloren gehen. Dabei deutet sich an, dass bei einer höheren Auftraggeschwindigkeit der NK-Zell-Verlust geringer ist. Die Menge der eingesetzten Antikörper korreliert beim „NK isolation kit“ positiv mit der erzielten NK-Zell-Reinheit. Die vorgelegten Ergebnisse zeigen, dass sowohl mit einem Einzelantikörper („CD3 MicroBeads“) also auch mit einem Antikörper-Cocktail („NK isolation kit“) eine ausreichende Depletion von T-Zellen in einem klinischen Maßstab möglich ist. Bei beiden Verfahren kann mit einem Separationsschritt eine höhere T-Zell-Depletion erreicht werden, als mit anderen oder ähnlichen in der Literatur beschriebenen Verfahren. Während mit dem „NK isolation kit“ in einem Depletionsschritt NK-Zell-Präparate mit bis zu 90%iger Reinheit hergestellt werden können, müsste sich nach der T-Zell-Depletion mit „CD3 MicroBeads“ noch eine NK-Zell-Positivselektion anschließen. Während die Auftraggeschwindigkeit von untergeordneter Bedeutung ist, spielt die eingesetzte Antiköpermenge beim „NK isolation kit“ eine signifikante Rolle.
Hämophilie A ist eine X-chromosomal rezessiv vererbte Krankheit, die aufgrund von Mutationen innerhalb des Gens von Gerinnungsfaktor VIII (FVIII) zum funktionellen Defekt oder zum Fehlen des körpereigenen FVIII führt. FVIII zirkuliert als Heterodimer und besteht aus einer schweren Kette mit der Domänenstruktur A1-A2-B und einer leichten Kette mit der Domänenstruktur A3-C1-C2. Bei Patienten unter Prophylaxe wird durch regelmäßige Substitution mit rekombinanten oder aus Plasma gewonnenen FVIII-Präparaten die Hämostase wiederhergestellt. Allerdings entwickeln hierbei etwa 30% der Patienten mit einer schweren Hämophilie eine FVIII-spezifische Immunantwort in Form von neutralisierenden Antikörpern (Inhibitoren). Die sogenannte Immuntoleranz-Therapie (engl. immune tolerance induction therapy, ITI) ist bisher die einzige etablierte Therapie, die zu einer dauerhaften Eradikation der FVIII-Inhibitoren und Induktion von Toleranz gegenüber FVIII führen kann. Die Therapie beruht auf einer meist täglichen Gabe hoher FVIII-Dosen, welche sich, je nach Behandlungsdauer, über Wochen bis hin zu Jahren erstrecken kann. Bei etwa 30% der Patienten ist diese Therapie nicht erfolgreich. Für solche Patienten besteht die Gefahr lebensbedrohlicher, unkontrollierbarer Blutungen und erheblicher Gelenkschäden.
Die spezifische Ansteuerung des Membran-gebundenen Immunglobulin G (mIg) des B-Zellrezeptors (BZR) mithilfe von Immuntoxinen ist eine mögliche Option zur selektiven Eliminierung FVIII-spezifischer B-Zellen und somit zur Eradikation von FVIII-Inhibitoren. Solche Immuntoxine bestehen aus einer zellbindenden und einer zytotoxischen Domäne, welche nach Internalisierung zur Apoptose der Zielzelle führen soll. Da FVIII aufgrund der Größe als zellbindende Domäne ungeeignet ist, beschäftigt sich die vorliegende Arbeit mit der Entwicklung und Evaluierung alternativer Immuntoxine zur selektiven Eliminierung FVIII-spezifischer B-Zellen. Die FVIII-spezifische Immunantwort ist zwar polyklonal, jedoch vor allem gegen A2- und die C2-Domäne gerichtet. Aus diesem Grund wurden die humane A2- und C2-Domäne (hA2, hC2) als zellbindende Domäne verwendet und jeweils genetisch an eine verkürzte Version des Exotoxin A (ETA) aus Pseudomonas aeruginosa fusioniert, bei welcher die natürliche zellbindende Domäne entfernt wurde. Die rekombinanten Proteine wurden bakteriell produziert und im Anschluss an die Aufreinigung biochemisch charakterisiert. Während das bakterielle Expressionssystem für hA2-ETA nicht geeignet war, konnte hC2-ETA neben weiteren Kontrollproteinen mit korrekter Konformation der hC2-Domäne hergestellt und aufgereinigt werden.
Die Fähigkeit zur selektiven Eliminierung hC2-spezifischer B-Zellen wurde im weiteren Verlauf sowohl in vitro mithilfe einer hC2-spezifischen Hybridomazelllinie als auch ex vivo und in vivo mithilfe von Splenozyten aus FVIII-immunisierten FVIII-knockout Mäusen untersucht.
Durch Inkubation der hC2-spezifischen Hybridomazelllinie mit hC2-ETA konnten ca. 38 % der Zellen eliminiert werden. Weitere Untersuchungen der Zelllinie ergaben, dass diese keinen vollständigen funktionalen B-Zellrezeptor auf der Oberfläche exprimierte, welcher für die Bindung und die korrekte Internalisierung des Immuntoxins notwendig ist. Aufgrund dessen eignet sich diese Zelllinie nicht als Modell für eine genauere Analyse der in vitro Eliminierungseffizienz von hC2-ETA.
Weitere Analysen mithilfe von Splenozyten aus FVIII-immunisierten FVIII-knockout Mäusen haben jedoch gezeigt, dass durch ex vivo Inkubation der Splenozyten mit hC2-ETA, alle hC2-spezifischen B-Zellen vollständig, selektiv und konzentrations-abhängig eliminiert werden konnten. Auch die mehrfache Applikation von hC2-ETA in FVIII-immunisierten FVIII-knockout Mäusen führte bei der Hälfte der Tiere zur vollständigen Eliminierung aller hC2-spezifischen B-Zellen. Eine Reduktion des hC2-spezifischen Antikörpersignals konnte nach Gabe von hC2-ETA in allen behandelten Tieren beobachtet werden. Die unvollständige Eliminierung in der Hälfte der Tiere ist vermutlich auf die Präsenz hC2-spezifischer Antikörper zurückzuführen, die einen Teil des applizierten Immuntoxins neutralisiert haben, sodass nicht alle hC2-spezifischen Gedächtnis-B-Zellen erreicht und eliminiert werden konnten. Um die Eliminierungseffizienz von hC2-ETA weiter zu erhöhen, müsste das Behandlungsprotokoll geändert werden. Sowohl eine Verlängerung des Behandlungszeitraums als auch eine kombinierte Therapie aus FVIII und hC2-ETA sollte zu einer erhöhten Bioverfügbarkeit des Toxins und dadurch zu einer gesteigerten Eliminierungseffizienz führen.
Die Ausweitung des hier vorgestellten Ansatzes auf weitere FVIII-Domänen ist generell möglich, jedoch muss hierzu ein alternatives Expressionssystem aufgrund des eukaryotischen Ursprungs von FVIII in Betracht gezogen werden. Die hier vorgestellten Ergebnisse zeigen dennoch, dass FVIII-Domänen-Immuntoxine ein wirkungsvolles Mittel sind, um FVIII-spezifische B-Zellen selektiv zu eliminieren. Die Anpassung der Gabe von FVIII-Domänen-Immuntoxinen an die individuelle Immunantwort des Patienten könnte das Auftreten von Nebenwirkungen minimieren. Außerdem könnte eine kombinierte Therapie aus ITI und FVIII-Domänen-Immuntoxinen die Zeit bis zur Induktion von Toleranz verkürzen und die Chancen für den generellen Therapieerfolg erhöhen.
In der vorliegenden Arbeit soll die selektive Wirkung der Nukleosidanaloga Fludarabin und Cytarabin auf maligne Zellen überprüft werden. Dazu wird die Sensibilität unterschiedlicher Zellen gegenüber den beiden Zytostatika mittels Durchflußzytometrie bestimmt. Außerdem wird als pharmakokinetischer Parameter die intrazelluläre Konzentration des jeweiligen aktiven Metaboliten, F-Ara-ATP und Ara-CTP mit Hilfe der Hochdruckflüssigkeitschromatographie ermittelt. Als Vertreter der gesunden Zellen werden Lymphozyten gesunder Spender sowie in einem einmaligen Versuch hochaufgereinigte CD34+-Stammzellen untersucht. Stellvertretend für maligne Zellen werden die Experimente an Zellen der T-lymphoiden Zelllinie Molt4 und der erythroleukämischen Zelllinie K562 durchgeführt. Anhand der pharmakokinetischen Untersuchungen kann eine höhere Bildung an aktivem Triphosphat in malignen Zellen gegenüber gesunden Lymphozyten sowohl für Fludarabin- als auch für Cytarabininkubation nachgewiesen werden. Stammzellen scheinen eine Stellung zwischen den malignen Zellen und den Lymphozyten einzunehmen. Letztere Ergebnisse bleiben zu verifizieren. Untersuchungen der Sensibilität der malignen Zellen gegenüber Fludarabin und Cytarabin mit Hilfe der Durchflußzytometrie ergeben jeweils eine erhöhte Zytotoxizität gegenüber Molt4-Zellen, nicht jedoch gegenüber K562-Zellen im Vergleich zu gesunden Lymphozyten. Während die pharmakokinetischen Ergebnisse eine erhöhte Sensibilität für maligne Zellen gegenüber Fludarabin und Cytarabin aufgrund höherer intrazellulärer Triphosphatspiegel suggerieren, zeigen die durchflußzytometrischen Messungen, dass sich allein auf dieser Basis keine Aussage über die Sensibilität der Zellen gegenüber dem jeweiligen Zytostatikum machen lässt. Eine selektive Wirkung von Nukleosidanaloga auf maligne Zellen lässt sich anhand der gewonnenen Daten vermuten, aber nicht beweisen. Hierzu sind weitere Untersuchungen unerlässlich.
In dieser Arbeit werden Monozyten mit Hilfe der Ficoll-Trennung und Positivanreicherung durch das MACS-Magnetsystem gewonnen und durch die Zytokine GM-CSF und Interleukin 4 stimuliert. Nach zwei Tagen weisen die Zellen eine veränderte Morphologie auf, adhärieren zum Teil an Plastik und zeigen sowohl in der adhärenten als auch der nonadhärenten Fraktion charakteristische Merkmale dendritischer Zellen: In der Mikroskopie längliche, fädige Zytoplasmaausläufer sowie in der Durchflusszytometrie das Erscheinen der Oberflächenmarker CD1a und CD40. Die Zellen sind zu diesem Zeitpunkt zu ca. 90% unreife dendritische Zellen, wie die fehlende Ausprägung des Reifemarkers CD83 zeigt. Als unreife dendritische Zellen sind sie somit geeignet für die Antigenaufnahme; zur weiteren Ausreifung ist die Zugabe anderer Zytokine, z.B TNF α, notwendig. Als Mediengrundlage eignen sich sowohl RPMI+FCS als auch X-Vivo 15 und X-Vivo 20, wobei X-Vivo 15 und X-Vivo 20 aufgrund ihrer immunologischen Vorteile RPMI vorzuziehen sind. Ausblick Insgesamt sind schon vielversprechende Wege aufgezeigt worden, dendritische Zellen für die Immuntherapie zu gewinnen, und zwar sowohl aus CD34+ Stammzellen als auch aus CD14+ Monozyten. Wichtig wäre an dieser Stelle ein genauer Vergleich zwischen aus Monozyten und aus CD34+ Vorläuferzellen generierten Zellen in der Laborpraxis. Zum einen sollte hier untersucht werden, aus welcher Ausgangszelle sich größere Mengen an dendritischen Zellen generieren lassen. Die genaue Ermittlung der Zellzahl an jedem Kulturtag wäre hier von Bedeutung. Zum anderen sollte auch die Funktionalität der jeweiligen Zellen, etwa in der mixed-lymphocte-reaction, analysiert und miteinander verglichen werden, und zwar vor und nach zusätzlicher Gabe von TNF alpha. Die Mediengrundlagen X-Vivo 15 und X-Vivo 20 haben sich als gute Alternativen zu dem herkömmlich verwendeten RPMI 1640 gezeigt. An dieser Stelle wäre noch eine vergleichende Analyse der beiden Medien wichtig, und zwar im Hinblick auf die oben genannte Fragestellung der Zellzahl, Ausprägung der Oberflächenmarker und Funktionalität .
Die Aufgabe der vorliegenden Arbeit war die Fragestellung zu untersuchen, ob die immunmagnetische Selektion mittels des Magnetic Absorbens Cell Sorter (MACS) im klinischen Maßstab möglich ist. Zum Zeitpunkt der Erstellung dieser Arbeit befand sich lediglich die Stammzellselektion mittels des CD34+Antigens im klinischen Einsatz. In dieser Arbeit wird der Einsatz von CD133+Antikörpern zur immunmagnetischen Stammzellselektion, der Einsatz von CD56+Antikörpern zur NK-Zell-Selektion und der Einsatz von GD2-Antikörpern zur Depletion von Neuroblastomzellen untersucht. 1. CD133 ist ein Stammzellmarker der auf frühen hämatopoetischen Stammzellen vorkommt, auch werden Leukämien beschrieben, die zwar CD34 positiv, jedoch CD133 negativ sind. Ein großer Teil der Versuche zur CD133+ immunmagnetischen Selektion wurde mit kyrokonservierten Pherisaten durchgeführt. Dazu musste eine Methode gefunden werden solche Pherisate zu selektionieren. Nach einer Auftrennung der Pherisate mittels Ficoll- Dichtegradient war dies möglich. Hier konnte eine Reinheit der CD34+Stammzellen im Median von 71,7%( Range 28,5-76,7%, n=5) bei kyrokonservierten Pherisaten verglichen mit 97,5% (96,6% und 98,5%, n=2) bei frischen Pherisaten erreicht werden. Die Recovery der Stammzellen war bei kyrokonservierten Präparaten jedoch deutlich schlechter[Median 20,7% nach CD133+Selektion und 34,8% nach CD34+Selektion kyrokonservierte Pherisate versus 48,9% nach CD133+Selektion und 77,95% nach CD34+Selektion bei einem frischen Pherisaten]. Zum direkten Vergleich wurden jeweils Parallelansätze der Selektion mit CD34+ und CD133+ Antikörper und zweimaliger Immunmagnetischer Selektion durch den MACS durchgeführt: Die dabei erzielten Reinheiten CD34+Stammzellen waren mit 85% (Range 71,7-98,5, n=5) nach D34+Selektion und 89,5% (Range 79,8-98%, n=5) nach CD133 Selektion vergleichbar, bei frischen Pherisaten lagen diese sogar bei 97,5% beziehungsweise 95,1%. Damit konnte gezeigt werden, dass es möglich ist, mittels des CD133+-Antikörpers Stammzellen in ausreichender Reinheit zu selektionieren. Die Recovery der CD34+Stammzellen lag nach CD133+Selektion bei ca. 60% der Stammzellen die durch CD34+ Selektion angereichert werden konnten. Dies war insofern zu erwarten da nur ca. 60% der CD34+Stammzellen auch CD133+ sind. 2. Die immunmagnetische Selektion von NK-Zellen wurde durch Markierung mit CD56+Antikörpern durchgeführt. Dabei wurde nach Anreicherung eine durchschnittliche Reinheit von 62,3% (Range 41,2-85,6%, n=3) erzielt. Im klinischen Einsatz sollte der Anteil der CD3+-Zellen möglichst gering sein. Durch Selektion mit CD56+Antikörper konnte der Anteil an CD3+ T-Zellen auf <104 CD3+ TZellen/ 108 NK-Zellen gesenkt werden. Durch eine immunmagnetische Depletion mit einem CD3+Antikörper konnte dieser Anteil weiter auf ca.103 T-Zellen/108NK-Zellen und damit um den log-2,4 gesenkt werden. Die Recovery der NK-Zellen zeigte in unseren Versuchen eine große Varianz[6,9%-89,5% ohne T-Zelldepletion; 6,6-60,6% nach T-Zelldepletion]. 3. Zur Depletion von Neuroblastomzellen anhand des GD2-Antigens wurde eine indirekte Markierung über einem chimären Human/Maus ch14.18􀂨CH2 GD2+ FITC markierten durchflusszytometrischen Antikörper und einem spezifischen immunmagnetische Antikörper gegen diesen Antikörper gewählt. Damit konnte der Anteil von 1,1% GD2+Zellen in der Ausgangsprobe auf 0,1% gesenkt werden. Die Reinheit der angereicherten Tumorzellen betrug 82,9%. Zusammenfassend konnte durch diese Arbeit gezeigt werden, dass es möglich ist durch immunmagnetische Techniken CD133+Stammzellen und CD56+NK-Zellen in hoher Reinheit anzureichern, sowie Neuroblastomzellen durch GD2+Antikörper aus einer Probe zu depletieren. Dies eröffnet eine Vielzahl neuer therapeutischer Ansätze zur Behandlung maligner Erkrankung im Kindesalter.
Die autologe Transplantation von hämatopoetischen Stammzellen im Rahmen einer Hochdosis-Chemotherapie hat sich inzwischen bei der Behandlung von Tumoren im Kindesalter etabliert. Dabei blieb der optimale Zeitpunkt der Apherese von der CD34+ hämatopoetischen Stammzellen im peripheren Blut der Kinder, bezogen auf die Stunden am Tag der geplanten Stammzellsammlung, bisher unbeleuchtet. Insbesondere für pädiatrische Patienten liegen keine Untersuchungen zur dieser Problematik vor, deren Lösung jedoch den Erfolg einer Stammzellapherese verbessern könnte. Zielsetzung dieser Arbeit war es, die Mobilisierung der CD34+ Stammzellen im peripheren Blut unter dem Einfluß von G-CSF(Granulocyte-Colony Stimulating Factor) in Form eines klinischen Monitoring darzustellen. Dies erfolgte mit Hilfe der durchflusszytometrischen Messung CD45+/CD34+ Zellen aus dem peripheren Blut der Patienten nach G-CSF-Stimulation mit regelmäßigen Blutentnahmen über einen Zeitraum von 12 Stunden. Untersucht wurden 14 Patienten der Klinik III der Universitäts-Kinderklinik Frankfurt mit unterschiedlichen malignen Erkrankungen (8x Neuroblastom, 2x Osteosarkom, NHL, PNET, Ewing-Sarkom, RMS). Dabei wurden im Abstand von 0,2,4,5,6,7,8,10 und 12 Stunden nach einer subcutanen G-CSF-Gabe (Dosis 4,8 bis 10,2 mikrog/kg/d) EDTA-Blutproben über einen zentralen Venenkatheder entnommen, und daraus ein automatisches Blutbild sowie eine durchflusszytometrische Bestimmung der Konzentration an CD34/45 positiven Zellen durchgeführt. Mit Hilfe dieser Bestimmung konnte nachgewiesen werden, dass die CD34/45 positiven Zellen über die 12 Stunden des Beobachtungszeitraumes individuell unterschiedliche Verläufen bieten. Zudem konnten alle Patienten zwei unterschiedlichen Initialkinetiken - den Mobilisierungstypen I und II - zugeordnet werden, welche sich durch einen initialen Anstieg bzw. einen initialen Abfall der CD34+ Zellkonzentration unterscheiden. Der optimale Zeitpunkt der Apherese – repräsentiert durch ein CD34+ Zellkonzentrationsmaximum im peripheren Blut - konnte für das untersuchte Patientenkollektiv mit ca. 8 Stunden nach G-CSF Bolus beschrieben werden. Dabei konnte weder der Verlauf der Gesamtleukozyten noch andere hämatologische Parameter aufgrund eines signifikant ähnlichen Verlaufes als Indikator für den Verlauf der CD34+ Zellmobilisierung genutzt werden. Signifikanten Hinweise auf Zusammenhänge zwischen dem Verlauf der C34+ Zellmobilisierung und den Grunderkrankungen, dem Alter, dem Geschlecht oder der Mobilisierungsart gab es nicht. Es stelle sich jedoch Eine Tendenz zur Mobilisierung vom Typ I bei Kindern unter 3 Jahren dar. Eine Optimierung der Stammzellapherese kann durch zusätzliche CD34+ Zellkonzentrationsbestimmungen erwartet werden, die Aufschluss über den Mobilisierungstyp geben uns somit helfen, den optimalen Sammelzeitpunkt zu bestimmen. Messungen zum Zeitpunkt 0,2 und 8 Stunden nach G-CSF-Bolus erscheinen als besonders aufschlussreich. Durch Beachtung der Maximal- und Minimalkonzentrationen der individuellen Verläufe können Apheresen zu optimalen Zeitpunkten durchgeführt werden, was zu einer Verbesserung der Aphereseausbeute und damit zu einer Senkung der Belastungen und Risiken für den Patienten führen. Die hier untersuchte, sehr inhomogene und zahlenmäßig kleine Patientengruppe hat jedoch auch gezeigt, dass größere Studien mit mehr Patienten notwendig sind, um statistisch signifikante Aussagen treffen zu können.