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In optogenetischen Anwendungen, welche die Manipulation von zellulären Aktivitäten durch Licht ermöglichen, werden die Eigenschaften von mikrobiellen Rhodopsinen, einer Familie natürlich vorkommender lichtgesteuerter Proteine, ausgenutzt.
In der vorliegenden Arbeit wurden die einwärts transportierende Protonenpumpe NsXeR, sowie die auswärts Natriumionenpumpe KR2 untersucht. Des Weiteren wurden Tandem Proteine betrachtet, die mikrobielle Rhodopsine kombinieren mit dem Chemokinrezeptor CXCR4, der durch SDF1 aktiviert und anschließend in Endosomen internalisiert wird.
Für die Untersuchung des Mechanismus, der die Vektorialität in NsXeR bestimmt, wurde eine umfassende elektrophysiologische Studie durchgeführt. In Patch Clamp Messungen an NsXeR exprimierenden NG108-15 Zellen wurden bei kontinuierlicher 561 nm Beleuchtung aktive Einwärtsströme entgegen eines elektrochemischen Gradienten gemessen. Ein Einfluss des intrazellulären pHs auf die steady-state Ströme und deren Abfallkinetik konnte nicht festgestellt werden. Der Vergleich der exponentiellen Abfallrate k2 mit den Übergängen im NsXeR Photozyklus, lässt den Schluss zu, dass der ratenlimitierende Schritt der MII Zerfall ist.
Die elektrogenen Schritte im NsXeR Photozyklus wurden mit elektrischen Messungen an der black lipid membrane (BLM) an NsXeR Proteoliposomen bestimmt. Die Belichtung mit 20 ns Lichtpulsen bei 556 nm rufen Spannungssignale hervor, die exponentiell gefittet wurden, wobei drei elektrogene Schritte identifiziert werden konnten. Bei pH 7.4 betrugen die ermittelten Zeitkonstanten etwa 220 µs, 1 ms und 15 ms, denen 42%, 10% und 48% an der Gesamtladungsverschiebung zugeordnet wurden. Die elektrogenen Schritte konnten den Übergängen im Photozyklus zugeordnet werden, wobei der erste Schritt mit t1 dem MI Aufbau (Deprotonierung Schiff’sche Base, Protonenabgabe zur intrazellulären Seite) zugeschrieben wurde. t2 wurde dem MI→MII Übergang (Switch, Zugänglichkeitsänderung vom Intra- zum Extrazellulären) zugeordnet und t3 korreliert mit dem MII Zerfall (Reprotonierung Schiff’sche Base, Protonenaufnahme von der extrazellulären Seite).
Die Kinetik und der Ladungstransportanteil des zweiten elektrogenen Schritts haben keine starke pH Abhängigkeit, was sich dadurch erklären lässt, dass t2 durch eine Konformationsänderung bestimmt wird. t1 und t3 werden bei höheren pH Werten beschleunigt, was sich bei t1 mit einer erleichterten intrazellulären Protonenabgabe erklären lässt. Für t3 wurde eine Reprotonierung durch eine Donor Gruppe Asp76 vorgeschlagen. Die pH-sensitive Änderung der relativen Ladungstransferanteile des ersten und dritten elektrogenen Schrittes (∆ΨI und ∆ΨIII) wurden durch eine mögliche Verzögerung der frühen Protonenabgabe bei niedrigen pH Werten erklärt.
Der mutmaßliche Protonenakzeptor Asp220 wurde gegen Asn und Glu ausgetauscht und in Patch Clamp sowie UV-Vis Spektroskopie Messungen untersucht. Für D220N wurden keine Pumpströme und kein Einfluss auf die maximale Absorptionswellenlänge λmax festgestellt. D220E dagegen führte zu einer Erniedrigung des pKa-Werts der Schiff’schen Base und zu einer Verminderung der Iss-Abfallsrate k2 in Patch Clamp Dauerbelichtungsmessungen (D220E k2 = 27.1 ± 1.8 Hz, Wildtyp k2 = 83.1 ± 2.6 Hz). Daraus konnte geschlossen werden, dass Asp220 wesentlich für den Protonentransport ist und nicht als Gegenion für die protonierte Schiff’sche Base dient.
In Patch Clamp Experimenten bei 561 nm Dauerbelichtung und zusätzlicher gepulster Belichtung bei 355 nm wurde der Blaulichteffekt an NsXeR untersucht, bei dem Proteine im M Intermediat ein Photon absorbieren und unter Reprotonierung der Schiff’schen Base in den Grundzustand zurückkehren.
Für NsXeR konnte eine Potentialabhängigkeit für die Richtung der transienten Ströme, die durch die
355 nm Belichtung hervorgerufen wurden, festgestellt werden. Beim NsXeR Blaulichteffekt scheint eine
Reprotonierung der Schiff’schen Base von beiden Seiten möglich zu sein, was auf die unterschiedlichen Zugänglichkeiten in den beiden M Zuständen MI und MII zurückgeführt wurde. Es wurde ein Modell vorgeschlagen, welches auf einem potentialabhängigen Gleichgewicht zwischen MI und MII basiert.
In Patch Clamp Messungen an KR2 exprimierenden NG108-15 Zellen wurden die Pumpströme untersucht, die durch den auswärts Transport von Na+ und H+ hervorgerufen wurden. Die Na+-Konzentrationen der intra- und extrazellulären Lösungen wurden symmetrisch variiert und die steady-state Ströme Iss bei 532 nm Dauerbelichtung betrachtet. Mit steigender Na+-Konzentration zeigte sich ein Übergang von einer linearen Potentialabhängigkeit der Iss, zu einem sättigungsähnlichen Verhalten bis hin zu einer fast glockenförmigen Form. Da die exponentielle Abfallrate der steady-state Ströme k2 in ihrer Potentialabhängigkeit mit den Iss korrelierte, konnte geschlossen werden, dass die Ströme überwiegend kinetisch limitiert sind. Die Erhöhung der Rate k2 mit steigender Na+-Konzentration zwischen -120 mV und -60 mV deutet darauf hin, dass die Na+-Aufnahme von der intrazellulären Seite bei diesen Bedingungen die Limitierung für die Pumpe darstellt.
Unter Na+-“freien” Bedingungen wurde der Einfluss des intrazellulären pHs untersucht. Für die Rate k2 wurde eine Erhöhung bei niedrigen pH Werten festgestellt und die Potentiale E0 (Iss = 0 pA) verschoben bei niedrigem intrazellulärem pH zu hyperpolarisierenden Potentialen. Daraus lässt sich schließen, dass die steady-state Ströme durch den Transport von Protonen hervorgerufen wurden.
In Messungen mit gepulster 530 nm Belichtung wurden die transienten Pumpströme gemessen und durch exponentielles Fitten des Stromabfalls drei elektrogene Schritte identifiziert. Eine Abhängigkeit vom Potential und der Na+-Konzentration konnte nur für den dritten Schritt mit der Rate 1/τ3 festgestellt werden, wobei 1/τ3 mit der Na+-Konzentration und bei positiveren Potentialen steigt. Unter Na+-“freien” Bedingungen steigt 1/τ3 auch mit niedrigeren intrazellulären pH Werten. Die elektrogenen Schritte wurden dem KR2 Photozyklus zugeordnet, wobei ein Modell angewendet wurde, das einen M1→M2 Übergang einführt. Diesem wurde der zweite elektrogene Schritt zugeordnet. Die relativen Ladungstransportanteile Q2 und Q3 des zweiten und dritten elektrogenen Schrittes sind sowohl potential- als auch Na+-abhängig. Um dieses Verhalten zu erklären, wurde ein Modell vorgeschlagen, bei dem ein Ausgleichsladungstransfer in Form von einer Protonenabgabe und -wiederaufnahme während des Photozyklus eingeführt wurde.
In Patch Clamp Messungen wurde die erhaltene Funktionalität der ChR2 Mutante ChR2(L132C) mit erhöhter Ca2+-Permeabilität im Tandem Protein tCXCR4/CatCh nachgewiesen. Auch die Internalisierung von tCXCR4/CatCh konnte anhand der zeitabhängigen Abnahme des CatCh-Signals nach der CXCR4-Aktivierung durch SDF1 in Strommessungen beobachtet werden. Für tCXCR4/Arch, ein Tandem Protein mit einer Protonenpumpe, wurde die SDF1-induzierte Internalisierung mit Hilfe der konfokalen Laser-Scanning-Mikroskopie betrachtet und eine Kolokalisierung der Fluoreszenz des im Tandem exprimierten YFP und der eines gelabelten CXCR4-spezifischen Antikörpers in intrazellulären Vesikeln beobachtet. Bei Behandlung mit dem CXCR4 Antagonisten AMD3100 wurde die Kolokalisierung hauptsächlich in der Zellmembran festgestellt, da die Internalisierung blockiert war. Die Tandem Protein könnten als in intrazellulären Organellen wirkende optogenetische Werkzeuge eingesetzt werden für z.B. die Manipulation der intrazellulären Ca2+-Konzentration.
Optogenetic manipulation of neuronal activity through excitatory and inhibitory opsins has become an indispensable experimental strategy in neuroscience research. For many applications bidirectional control of neuronal activity allowing both excitation and inhibition of the same neurons in a single experiment is desired. This requires low spectral overlap between the excitatory and inhibitory opsin, matched photocurrent amplitudes and a fixed expression ratio. Moreover, independent activation of two distinct neuronal populations with different optogenetic actuators is still challenging due to blue-light sensitivity of all opsins. Here we report BiPOLES, an optogenetic tool for potent neuronal excitation and inhibition with light of two different wavelengths. BiPOLES enables sensitive, reliable dual-color neuronal spiking and silencing with single- or two-photon excitation, optical tuning of the membrane voltage, and independent optogenetic control of two neuronal populations using a second, blue-light sensitive opsin. The utility of BiPOLES is demonstrated in worms, flies, mice and ferrets.
Locomotion circuits developed in simple animals, and circuit motifs further evolved in higher animals. To understand locomotion circuit motifs, they must be characterized in many models. The nematode Caenorhabditis elegans possesses one of the best-studied circuits for undulatory movement. Yet, for 1/6th of the cholinergic motor neurons (MNs), the AS MNs, functional information is unavailable. Ventral nerve cord (VNC) MNs coordinate undulations, in small circuits of complementary neurons innervating opposing muscles. AS MNs differ, as they innervate muscles and other MNs asymmetrically, without complementary partners. We characterized AS MNs by optogenetic, behavioral and imaging analyses. They generate asymmetric muscle activation, enabling navigation, and contribute to coordination of dorso-ventral undulation as well as anterio-posterior bending wave propagation. AS MN activity correlated with forward and backward locomotion, and they functionally connect to premotor interneurons (PINs) for both locomotion regimes. Electrical feedback from AS MNs via gap junctions may affect only backward PINs.
Channelrhodopsin-1 from Chlamydomonas augustae (CaChR1) is a light-activated cation channel, which is a promising optogenetic tool. We show by resonance Raman spectroscopy and retinal extraction followed by high pressure liquid chromatography (HPLC) that the isomeric ratio of all-trans to 13-cis of solubilized channelrhodopsin-1 is with 70:30 identical to channelrhodopsin-2 from Chlamydomonas reinhardtii (CrChR2). Critical frequency shifts in the retinal vibrations are identified in the Raman spectrum upon transition to the open (conductive P2(380)) state. Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR) spectra indicate different structures of the open states in the two channelrhodopsins as reflected by the amide I bands and the protonation pattern of acidic amino acids.
Communication with the hematopoietic system is a vital component of regulating brain function in health and disease. Traditionally, the major routes considered for this neuroimmune communication are by individual molecules such as cytokines carried by blood, by neural transmission, or, in more severe pathologies, by the entry of peripheral immune cells into the brain. In addition, functional mRNA from peripheral blood can be directly transferred to neurons via extracellular vesicles (EVs), but the parameters that determine their uptake are unknown. Using varied animal models that stimulate neuronal activity by peripheral inflammation, optogenetics, and selective proteasome inhibition of dopaminergic (DA) neurons, we show that the transfer of EVs from blood is triggered by neuronal activity in vivo. Importantly, this transfer occurs not only in pathological stimulation but also by neuronal activation caused by the physiological stimulus of novel object placement. This discovery suggests a continuous role of EVs under pathological conditions as well as during routine cognitive tasks in the healthy brain.
The widespread application of human stem-cell-derived neurons for functional studies is impeded by complicated differentiation protocols, immaturity, and deficient optogene expression as stem cells frequently lose transgene expression over time. Here we report a simple but precise Cre-loxP-based strategy for generating conditional, and thereby stable, optogenetic human stem-cell lines. These cells can be easily and efficiently differentiated into functional neurons, and optogene expression can be triggered by administering Cre protein to the cultures. This conditional expression system may be applied to stem-cell-derived neurons whenever timed transgene expression could help to overcome silencing at the stem-cell level.
Cyclic GMP (cGMP) signalling regulates multiple biological functions through activation of protein kinase G and cyclic nucleotide-gated (CNG) channels. In sensory neurons, cGMP permits signal modulation, amplification and encoding, before depolarization. Here we implement a guanylyl cyclase rhodopsin from Blastocladiella emersonii as a new optogenetic tool (BeCyclOp), enabling rapid light-triggered cGMP increase in heterologous cells (Xenopus oocytes, HEK293T cells) and in Caenorhabditis elegans. Among five different fungal CyclOps, exhibiting unusual eight transmembrane topologies and cytosolic N-termini, BeCyclOp is the superior optogenetic tool (light/dark activity ratio: 5,000; no cAMP production; turnover (20 °C) ∼17 cGMP s−1). Via co-expressed CNG channels (OLF in oocytes, TAX-2/4 in C. elegans muscle), BeCyclOp photoactivation induces a rapid conductance increase and depolarization at very low light intensities. In O2/CO2 sensory neurons of C. elegans, BeCyclOp activation evokes behavioural responses consistent with their normal sensory function. BeCyclOp therefore enables precise and rapid optogenetic manipulation of cGMP levels in cells and animals.
Catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia (CPVT) is a condition of abnormal heart rhythm (arrhythmia), induced by physical activity or stress. Mutations in ryanodine receptor 2 (RyR2), a Ca2+ release channel located in the sarcoplasmic reticulum (SR), or calsequestrin 2 (CASQ2), a SR Ca2+ binding protein, are linked to CPVT. For specific drug development and to study distinct arrhythmias, simple models are required to implement and analyze such mutations. Here, we introduced CPVT inducing mutations into the pharynx of Caenorhabditis elegans, which we previously established as an optogenetically paced heart model. By electrophysiology and video-microscopy, we characterized mutations in csq-1 (CASQ2 homologue) and unc-68 (RyR2 homologue). csq-1 deletion impaired pharynx function and caused missed pumps during 3.7 Hz pacing. Deletion mutants of unc-68, and in particular the point mutant UNC-68(R4743C), analogous to the established human CPVT mutant RyR2(R4497C), were unable to follow 3.7 Hz pacing, with progressive defects during long stimulus trains. The pharynx either locked in pumping at half the pacing frequency or stopped pumping altogether, possibly due to UNC-68 leakiness and/or malfunctional SR Ca2+ homeostasis. Last, we could reverse this ‘worm arrhythmia’ by the benzothiazepine S107, establishing the nematode pharynx for studying specific CPVT mutations and for drug screening.
In optogenetics, rhodopsins were established as light-driven tools to manipulate neuronal activity. However, during long-term photostimulation using channelrhodopsin (ChR), desensitization can reduce effects. Furthermore, requirement for continuous presence of the chromophore all-trans retinal (ATR) in model systems lacking sufficient endogenous concentrations limits its applicability. We tested known, and engineered and characterized new variants of de- and hyperpolarizing rhodopsins in Caenorhabditis elegans. ChR2 variants combined previously described point mutations that may synergize to enable prolonged stimulation. Following brief light pulses ChR2(C128S;H134R) induced muscle activation for minutes or even for hours (‘Quint’: ChR2(C128S;L132C;H134R;D156A;T159C)), thus featuring longer open state lifetime than previously described variants. Furthermore, stability after ATR removal was increased compared to the step-function opsin ChR2(C128S). The double mutants C128S;H134R and H134R;D156C enabled increased effects during repetitive stimulation. We also tested new hyperpolarizers (ACR1, ACR2, ACR1(C102A), ZipACR). Particularly ACR1 and ACR2 showed strong effects in behavioral assays and very large currents with fast kinetics. In sum, we introduce highly light-sensitive optogenetic tools, bypassing previous shortcomings, and thus constituting new tools that feature high effectiveness and fast kinetics, allowing better repetitive stimulation or investigating prolonged neuronal activity states in C. elegans and, possibly, other systems.
This dissertation constitutes a series of successive research papers, starting with the characterization of various optogenetic tools up to the establishment of purely optical electrophysiology in living animals.
Optogenetics has revolutionized neurobiology as it allows stimulation of excitable cells with exceptionally high spatiotemporal resolution. To cope with the increasing complexity of research issues and accompanying demands on experimental design, the broadening of the optogenetic toolbox is indispensable. Therefore, one goal was to establish a wide variety of novel rhodopsin-based actuators and characterize them, among others, with respect to their spectral properties, kinetics, and efficacy using behavioral experiments in Caenorhabditis elegans. During these studies, the applicability of highly potent de- and hyperpolarizers with adapted spectral properties, altered ion specificity, strongly slowed off-kinetics, and inverted functionality was successfully demonstrated. Inhibitory anion channelrhodopsins (ACRs) stood out, filling the gap of long-sought equivalent hyperpolarizing tools, and could be convincingly applied in a tandem configuration combined with the red-shifted depolarizer Chrimson for bidirectional stimulation (Bidirectional Pair of Opsins for Light-induced Excitation and Silencing, BiPOLES). A parallel study aimed to compare various rhodopsin-based genetically encoded voltage indicators (GEVIs) in the worm: In addition to electrochromic FRET-based GEVIs that use lower excitation intensity, QuasAr2 was particularly convincing in terms of voltage sensitivity and photostability in C. elegans. However, classical optogenetic approaches are quite static and only allow perturbation of neural activity. Therefore, QuasAr2 and BiPOLES were combined in a closed-loop feedback control system to implement the first proof-of-concept all-optical voltage clamp to date, termed the optogenetic voltage clamp (OVC). Here, an I-controller generates feedback of light wavelengths to bidirectionally stimulate BiPOLES and keep QuasAr’s fluorescence at a desired level. The OVC was established in body wall muscles and various types of neurons in C. elegans and transferred to rat hippocampal slice culture. In the worm, it allowed to assess altered cellular physiology of mutants and Ca2+-channel characteristics as well as dynamical clamping of distinct action potentials and associated behavior.
Ultimately, the optogenetic actuators and sensors implemented in the course of this cumulative work enabled to synergistically combine the advantages of imaging- and electrode-based techniques, thus providing the basis for noninvasive, optical electrophysiology in behaving animals.