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Background: The ideal biofuel should not only be a regenerative fuel from renewable feedstocks, but should also be compatible with the existing fuel distribution infrastructure and with normal car engines. As the so-called drop-in biofuel, the fatty alcohol 1-octanol has been described as a valuable substitute for diesel and jet fuels and has already been produced fermentatively from sugars in small amounts with engineered bacteria via reduction of thioesterase-mediated premature release of octanoic acid from fatty acid synthase or via a reversal of the β-oxidation pathway.
Results: The previously engineered short-chain acyl-CoA producing yeast Fas1R1834K/Fas2 fatty acid synthase variant was expressed together with carboxylic acid reductase from Mycobacterium marinum and phosphopantetheinyl transferase Sfp from Bacillus subtilis in a Saccharomyces cerevisiae Δfas1 Δfas2 Δfaa2 mutant strain. With the involvement of endogenous thioesterases, alcohol dehydrogenases, and aldehyde reductases, the synthesized octanoyl-CoA was converted to 1-octanol up to a titer of 26.0 mg L−1 in a 72-h fermentation. The additional accumulation of 90 mg L−1 octanoic acid in the medium indicated a bottleneck in 1-octanol production. When octanoic acid was supplied externally to the yeast cells, it could be efficiently converted to 1-octanol indicating that re-uptake of octanoic acid across the plasma membrane is not limiting. Additional overexpression of aldehyde reductase Ahr from Escherichia coli nearly completely prevented accumulation of octanoic acid and increased 1-octanol titers up to 49.5 mg L−1. However, in growth tests concentrations even lower than 50.0 mg L−1 turned out to be inhibitory to yeast growth. In situ extraction in a two-phase fermentation with dodecane as second phase did not improve growth, indicating that 1-octanol acts inhibitive before secretion. Furthermore, 1-octanol production was even reduced, which results from extraction of the intermediate octanoic acid to the organic phase, preventing its re-uptake.
Conclusions: By providing chain length control via an engineered octanoyl-CoA producing fatty acid synthase, we were able to specifically produce 1-octanol with S. cerevisiae. Before metabolic engineering can be used to further increase product titers and yields, strategies must be developed that cope with the toxic effects of 1-octanol on the yeast cells.
Für den mitochondrialen ABC-Transporter MDL1 (multidrug resistance like) aus Saccharomyces cerevisiae wurde eine Funktion als intrazellulärer Peptidexporter vorhergesagt. MDL1 ist wahrscheinlich am Export von Degradationsprodukten der m-AAA (matrixoriented ATPases associated with a variety of cellular activities) Protease in den Intermembranraum beteiligt (Young et al., 2001). Das MDL1-Homodimer besteht aus zwei Transmembrandomänen mit jeweils sechs potentiellen α-Helices und zwei Nukleotidbindedomänen. Eine Überexpression des ABC-Transporters in E. coli und L. lactis ist nicht möglich. Nur im homologen Expressionssystem kann eine bis zu 100-fach gesteigerte MDL1-Konzentration in Anwesenheit des induzierbaren GAL1-Promotors gegenüber dem endogenen Protein erreicht werden. Differentielle Zentrifugation, Immunogold-Markierungen und Proteasezugänglichkeitsexperimente zeigen, dass MDL1 ausschließlich in der mitochondrialen Innenmembran lokalisiert ist und die Nukleotidbindedomänen zur Matrix orientiert vorliegen. Mit Hilfe von Edman Sequenzierung des gereinigten His-getaggten MDL1 wurde eine 59 Aminosäuren lange mitochondriale Leitsequenz identifiziert. Die Deletionsvariante MDL1(60-695) wird ausschließlich in den Membranen des Endoplasmatischen Retikulums exprimiert. Ihre Motordomänen liegen zytosolisch orientiert vor. Beide MDL1-Varianten bilden homooligomere Komplexe vergleichbarer Größe und weisen ähnliche ATPase Aktivitäten auf. Die physiologischen Konsequenzen der Lokalisation in unterschiedlichen Membranen wurden in Zellen näher untersucht, deren mitochondrialer ABC-Transporter ATM1 (ABC transporter of mitochondria) deletiert ist. ATM1 ist von essentieller Bedeutung für die Biogenese zytosolischer Eisen/Schwefel-Proteine (Lill und Kispal, 2000). Der mitochondriale MDL1-Komplex kann zum Teil die ATM1-Funktion übernehmen, wohingegen ER-ständiges MDL1, als auch ATP Binde- und Hydrolyse inaktive Mutanten, den Δatm1 Wachstumsphänotyp nicht komplementieren können. Die physiologische Funktion von MDL1 ist somit eng mit der mitochondrialen Innenmembran und der Funktionalität des Proteins verbunden. Durch in vivo Komplementationsstudien wurden zwei mitochondriale ABC-Transporter ABCB10 und Pa_2_9660 aus H. sapiens bzw. P. anserina als funktionelle MDL1-Homologe identifiziert.