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In dieser Arbeit werden Monozyten mit Hilfe der Ficoll-Trennung und Positivanreicherung durch das MACS-Magnetsystem gewonnen und durch die Zytokine GM-CSF und Interleukin 4 stimuliert. Nach zwei Tagen weisen die Zellen eine veränderte Morphologie auf, adhärieren zum Teil an Plastik und zeigen sowohl in der adhärenten als auch der nonadhärenten Fraktion charakteristische Merkmale dendritischer Zellen: In der Mikroskopie längliche, fädige Zytoplasmaausläufer sowie in der Durchflusszytometrie das Erscheinen der Oberflächenmarker CD1a und CD40. Die Zellen sind zu diesem Zeitpunkt zu ca. 90% unreife dendritische Zellen, wie die fehlende Ausprägung des Reifemarkers CD83 zeigt. Als unreife dendritische Zellen sind sie somit geeignet für die Antigenaufnahme; zur weiteren Ausreifung ist die Zugabe anderer Zytokine, z.B TNF α, notwendig. Als Mediengrundlage eignen sich sowohl RPMI+FCS als auch X-Vivo 15 und X-Vivo 20, wobei X-Vivo 15 und X-Vivo 20 aufgrund ihrer immunologischen Vorteile RPMI vorzuziehen sind. Ausblick Insgesamt sind schon vielversprechende Wege aufgezeigt worden, dendritische Zellen für die Immuntherapie zu gewinnen, und zwar sowohl aus CD34+ Stammzellen als auch aus CD14+ Monozyten. Wichtig wäre an dieser Stelle ein genauer Vergleich zwischen aus Monozyten und aus CD34+ Vorläuferzellen generierten Zellen in der Laborpraxis. Zum einen sollte hier untersucht werden, aus welcher Ausgangszelle sich größere Mengen an dendritischen Zellen generieren lassen. Die genaue Ermittlung der Zellzahl an jedem Kulturtag wäre hier von Bedeutung. Zum anderen sollte auch die Funktionalität der jeweiligen Zellen, etwa in der mixed-lymphocte-reaction, analysiert und miteinander verglichen werden, und zwar vor und nach zusätzlicher Gabe von TNF alpha. Die Mediengrundlagen X-Vivo 15 und X-Vivo 20 haben sich als gute Alternativen zu dem herkömmlich verwendeten RPMI 1640 gezeigt. An dieser Stelle wäre noch eine vergleichende Analyse der beiden Medien wichtig, und zwar im Hinblick auf die oben genannte Fragestellung der Zellzahl, Ausprägung der Oberflächenmarker und Funktionalität .
Neue Osteotomiemethoden wie die Laser- oder piezoelektrische Osteotomie haben Vorteile gegenüber klassischen Methoden, wie z.B. oszillierende Säge oder rotierende Instrumente. Verschiedene Indikationen zur Knochenpräparation stellen unterschiedliche Anforderungen an Methoden der Osteotomie. Demzufolge ist der Knochenverlust und die hinterlassene Oberfläche nach Präparation wichtig, um verschiedene Methoden aufgrund ihrer Effizienz und Invasivität zu beurteilen. Im Zuge dieser Studie wurden sechs Methoden untersucht. Unter diesen waren rotierende Instrumente wie diamantierte Trennscheiben oder eine Lindemannfräse, eine oszillierende Säge, ein Er:YAG-Laser, ein Er,Cr:YSGG-Laser und die piezoelektrische Osteotomie. Sechs Schnitte mit einer Tiefe von 3-5 mm wurden pro Methode in Schweinerippen präpariert. Die Breite der Schnitte wurde mit Hilfe der Auflichtmikroskopie ermittelt und nach Trocknung der Knochenproben die Oberfläche rasterelektronenmikroskopisch beurteilt. Bei allen Instrumenten waren Unterschiede bezüglich der Breite am Boden und im obersten Bereich eines Schnittes zu notieren. Je tiefer ein Schnitt war, desto schmaler wurde er. Gründe dafür waren Probleme bei der Handhabung und Probleme, einen präzisen Schnitt durchzuführen. Die Ränder des Knochens nach der piezoelektrischen Osteotomie zeigten eine zerrüttelte Oberfläche, die von Rissen dominiert wurde. Sowohl bei der Laser-, als auch bei der piezoelektrischen Osteotomie kam es im Bereich der Spongiosa zu Einschmelzungen, da die Kühlung zur Vermeidung von Hitzeentwicklungen in der Tiefe des Schnittes nicht ausreichend war.