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Protein biosynthesis is a conserved process, essential for life. Proteins are assembled from single amino acids according to their genetic blueprint in the form of a messenger ribonucleic acid (mRNA). Peptide bond formation is catalyzed by ancient ribonucleic acid (RNA) residues within the supramolecular ribosomal complex, which is organized in two dynamic subunits (Ramakrishnan, 2014). Each subunit comprises large ribosomal RNA (rRNA) molecules and several dozens of peripheral proteins. mRNA translation has been divided into three phases, namely translation initiation, elongation and termination in biochemistry textbooks. During initiation, the ribosomal subunits assemble into a functional ribosome on an activated mRNA and acquire the first transfer RNA (tRNA), an adapter between the start codon on the mRNA and the N-terminal methionine of the protein (Hinnebusch and Lorsch, 2012). During elongation, the ribosome translocates along the mRNA exposing one codon after the other, and amino acids are delivered to the ribosome by the respective tRNAs, and attached to the nascent polypeptide chain. During termination, the polypeptide is released and the ribosome remains loaded with mRNA and tRNA at the end of the open reading frame for the translated gene (Hellen, 2018). Bacterial ribosomes are subsequently recycled by a specific ribosome recycling factor and the small ribosomal subunit is simultaneously consigned to initiation factors for a next round of translation – rendering bacterial translation as a cyclic process with an additional ribosome recycling phase. However, the process of ribosome recycling remained enigmatic in Eukarya and Archaea until the simultaneous discovery of the twin-ATPase ABCE1 as the major ribosome recycling factor. Strikingly, ABCE1 has initially been shown to participate in translation initiation (Nürenberg and Tampé, 2013). Thus, closing the translation cycle by revealing the detailed molecular mechanism of ABCE1 and its role for translation initiation are the two goals of this research.
Beyond the plenitude of well-studied translational GTPases, ABCE1 is the only essential factor energized by ATP, delivering the energy for ribosome splitting via two nucleotide-binding sites. Here, I define how allosterically coupled ATP binding and hydrolysis events in ABCE1 empower ribosome recycling. ATP occlusion in the low-turnover control site II promotes formation of the pre-splitting complex and facilitates ATP engagement in the high-turnover site I, which in turn drives the structural re- organization required for ribosome splitting. ATP hydrolysis and ensuing release of ABCE1 from the small subunit terminate the post-splitting complex. Thus, ABCE1 runs through an allosterically coupled cycle of closure and opening at both sites consistent with a processive clamp model. This study delineates the inner mechanics of ABCE1 and reveals why various ABCE1 mutants lead to defects in cell homeostasis, growth, and differentiation (Nürenberg-Goloub et al., 2018).
Additionally, a high-resolution cryo-electron microscopy (EM) structure of the archaeal post-splitting complex was obtained, revealing a central macromolecular assembly at the crossover of ribosome recycling and translation initiation. Conserved interactions between ABCE1 and the small ribosomal subunit resemble the eukaryotic complex (Heuer et al., 2017). The conformational state of ABCE1 at the post-splitting complex confirms the molecular mechanism of ribosome recycling uncovered in this study. Moving further along the reaction coordinate of cellular translation, I reconstitute the complete archaeal translation initiation pathway and show that essential archaeal initiation factors are recruited to the post-splitting complex by biochemical methods and cryo-EM structures at intermediate resolution. Thus, the archaeal translation cycle is closed, following its bacterial model and paving the way for a deeper understanding of protein biosynthesis.
Natural products are valuable sources for biologically active compounds, which can be utilized as pharmaceuticals. Thereby, the synthesis is based purely on biosynthetic grounds often conducted by so-called megaenzymes. One major biosynthetic pathway is the acetate pathway including polyketide and fatty acid synthesis, which encompass one of the largest classes of chemically diverse natural products. These have medicinal relevance due to their antibacterial, antifungal, anthelmintic, immunosuppressive and antitumor properties.
Due to the high structural and functional similarity between polyketide synthases and type I animal fatty acid synthases (FASs), FAS can serve as a paradigm for the whole class of multifunctional enzymes. To fully exploit the biosynthetic potential of FASs, a good access to the enzyme is of essential importance. In this regard, Escherichia coli remains an unchallenged heterologous host due to low culturing costs, particularly fast mutagenesis cycles and relatively easy handling. Surprisingly, no sufficient expression strategy for an animal FAS in E. coli has yet been reported, as it turned out that the only approach was not reproducible.
We commenced our analysis with searching for an appropriate FAS homolog that fulfills our requirements of high protein quality, sufficient yield and ensured functionality. After extensive screening of different variants, culturing conditions and co-expression strategies, we identified the murine FAS (mFAS) as our protein of choice. The established purification strategy using tags at both termini led to a reproducible and sufficient access to the protein in excellent quality. The enzyme was further biochemically characterized including an enzyme kinetic investigation of fatty acid synthesis and an examination whether different acyl-CoA substrates can serve as priming units. This adds mFAS to our repertoire of manageable megaenzymes paving the way to exploit the catalytic efficiency in regards of microbial custom-compound synthesis.
With a strong focus on deepening our understanding of the working mode of such megaenzymes, rather than analyzing respective biosynthetic products, we have addressed the question whether mFAS itself can be engineered towards PKSs or whether properties of mFAS can be exploited to engineer PKSs. This approach was conducted on three levels of complexity from function of individual domains via organization of domains to form modules to the interplay of two modules in bimodular constructs.
Fatty acid synthesis begins with the loading of acyl moieties onto the FAS, which is conducted by a domain called malonyl-/acetyltransferase (MAT). This domain was in-depth characterized due to its important role of choosing the substrates that are built in the final compound. Our analysis comprised structural and functional aspects providing crystal structures of two different acyl-bound states and kinetic parameters for the hydrolysis and transacylation reaction using twelve exemplary CoA-esters. For this purpose, we have successfully established a continuous fluorometric assay using the α-ketoglutarate dehydrogenase as a coupled enzyme, which converts the liberated coenzyme A into Nicotinamide adenine dinucleotide. These data revealed an extensive substrate ambiguity of the MAT domain, which had not been reported to that extent before. Further, we could demonstrate that the fold fulfills both criteria for the evolvability of an enzyme by expressing MAT in different structural arrangements (robustness) and by altering the substrate ambiguity within a mutagenesis study (plasticity). Taken these aspects together, we are persuaded that the MAT domain can serve as a versatile tool for PKSs engineering in potential FAS/PKS hybrid systems.
On the higher level of complexity, we investigated the architectural variability of the mFAS fold, which constitutes a fundamental basis for a broader biosynthetic application. We could rebuild all four module types occurring in typical modular PKSs confirming a high degree of modularity within the fold. Not only structural, but also functional integrity of these modules was validated by using triacetic acid lactone formation and ketoreductase activity. Especially the latter analysis, made it possible to quantify effects of the engineering within the processing part by respective enzyme kinetic parameters. Expanding our focus beyond a singular module, we have utilized the mFAS fold for designing up to 380 kDa large bimodular constructs. In this approach, a loading didomain was attached N-terminally containing an additional MAT and acyl carrier protein (ACP) domain. Two constructs could be expressed and purified in excellent quality to investigate the influence of an altered overall architecture on fatty acid synthesis. By comparison with appropriate controls, a functional effect of the additional loading module could indeed be proven in the bimodular systems. Those constructs allow a comprehensive analysis of the underlying molecular mechanism in the future and serve as a potential model system to study the transition from iterative to vectorial polyketide synthesis in vitro.
Um molekulare Mechanismen in biologischen Prozessen zu verstehen, ist es unerlässlich biologisch aktive Verbindungen zu kontrollieren. Dabei spielt besonders die Aktivierung bzw. Desaktivierung von Genabschnitten eine zentrale Rolle in der gegenwärtigen chemischen, biologischen und medizinischen Forschung. Nukleinsäuren sind dabei offenkundige Zielmoleküle, da sie die Genexpression auf unterster Ebene regulieren und auf vielfältige Art und Weise an biologischen Prozessen beteiligt sind. Um solch eine genaue Steuerung zu erreichen, werden Nukleinsäuren häufig photolabil modifiziert und unter die Kontrolle von Licht gebracht. Da hochentwickelte Technologien es erlauben Photonen bestimmter Energie unter präziser räumlicher und zeitlicher Auflösung zu dosieren, ist Licht als nicht invasives Triggersignal ein besonders geeignetes Werkzeug um molekulare Prozesse zu kontrollieren.
Die Verwendung photolabiler Schutzgruppen („cage“) ermöglicht es, diese lichtaktivierbaren Nukleinsäuren („caged compound“) herzustellen. Üblicherweise werden Oligonukleotide damit an funktionsbestimmenden Stellen versehen, woraufhin die Funktion der Oligonukleotide unterdrückt wird. Die biologische Aktivität kann durch Bestrahlung mit Licht wieder hergestellt werden, da die photolabile Schutzgruppe durch den Lichtimpuls abgespalten wird. Neben der zeitweiligen Maskierung der Nukleinsäureaktivität existiert auch eine Methode, die als „photoaktivierbarer Strangbruch“ (‘‘caged strand break‘‘) bezeichnet wird. Dabei werden mit Hilfe von photolabilen Linkern (‘‘Verknüpfer‘‘) lichtinduzierte Strangbrüche in Oligonukleotiden ausgelöst, um so beispielsweise die Struktur eines Nukleinsäurestrangs zu zerstören. Die Idee der photoaktivierbaren Strangbrüche ist nicht neu, dennoch werden photolabile Schutzgruppen überwiegend nach der erstgenannten Strategie verwendet. Im Rahmen dieses Promotionsvorhabens wurden neue photosensitive Linkerbausteine für Oligonukleotide entwickelt und hergestellt, welche sich vor allem im Hinblick auf die Anwendbarkeit in lebenden biologischen Systemen von den bisherigen photolabilen Linkern unterscheiden.
Im ersten Projekt wurde ein nicht-nukleosidischer, photolabiler Linker, basierend auf dem Cumaringrundgerüst, entwickelt. Das Ziel war hier, vor allem, einen zweiphotonenaktiven Linker für biologische Anwendungen und Zweiphotonen-Fragestellungen nutzbar zu machen. Bisherige Zweiphotonen-Linker konnten hauptsächlich nur für Proteinverknüpfungen bzw. Neurotransmitter verwendet werden oder mussten chemisch umständlich (z.B. Click-Chemie) und postsynthetisch in Oligonukleotide eingeführt werden. Der neu entwickelte Zweiphotonen-Linker wurde als Phosphoramiditbaustein für die Oligonukelotid-Festphasensynthese synthetisiert, was einen problemlosen und automatisierten Einbau garantiert. Mit einem modifizierten Oligonukleotid konnten die photochemischen Eigenschaften des Linkers bestimmt und mit Hilfe eines fluoreszenzbasierten Verdrängungsassays und Lasertechniken der Zweiphotonen-Effekt visualisiert werden. Dazu wurde ein Hairpin-DNA-Strang hergestellt, welcher eine Linkermodifikation im Bereich der Loopregion enthält. Durch eine Thiolmodifikation am 5‘-Ende des Oligonukleotidstranges war es möglich, diesen in einem Maleimid-funktionalisierten Hydrogel zu fixieren. Ein DNA-Duplex mit einem Fluorophor/Quencherpaar und einer korrespondierenden Sequenz zum modifizierten Hairpin-Strang wurde ebenfalls dem System zugegeben, allerdings wurde dieser nicht fixiert, um Diffusion zu ermöglichen. Durch die räumliche Nähe des Fluorophors zum Quencher konnte im unbelichteten Zustand zunächst keine Fluoreszenz gemessen werden. Mit einem (Femtosekunden-)gepulsten Laser und dem damit verbundenen Bindungsbruch im Hairpin-Strang durch Zweiphotonen-Effekte wurde es dem fluoreszierenden Strang des DNA-Duplex ermöglicht, sich vom Quencher-Strang zu lösen und an den fixierten Strang zu hybridisieren. Das Photolyse-Ereignis konnte so in ein lokales Fluoreszenzsignal übersetzt und detektiert werden.
Der eindeutige Beweis, dass es sich tatsächlich um ein Zweiphotonen-induziertes Ereignis handelt, konnte durch die dreidimensional aufgelöste Photolyse und über die quadratische Anhängigkeit des Fluoreszenzsignals von der eingestrahlten Laserleistung erbracht werden.
Die generelle Kompatibilität des Cumarin-Linkers mit biologischen Systemen konnte in Zellkulturexperimenten gezeigt werden. Dazu wurde eine Transkriptionsfaktor-DNA Decoy-Strategie entwickelt, in der Linker-modifizierte DNA Decoys an regulatorische Transkriptionsfaktoren binden und diese aber auch photochemisch wieder freisetzen können („catch and release-Strategie“). Zellkulturexperimente, um mit dieser Methode das Transkriptionsfaktor-gesteuerte und endogene Gen für Cyclooxygenase-2 (COX2) zu regulieren, lieferten keine aussagekräftigen Ergebnisse. Daher wurden die verwendeten Zellen dahingehend manipuliert, sodass sie das Protein GFP (grün fluoreszierendes Protein) in Abhängigkeit von der Anwesenheit eines Transkriptionsfaktors exprimieren. Das so durch die Zellen verursachte Fluoreszenzsignal steht in direkter Abhängigkeit zur Decoy-Aktivität. Mit Hilfe modifizierter GFP-Decoys konnte hierbei eine Regulation auf Transkriptionsebene in biologischen Organismen erreicht werden. Mit dem Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA), einer molekularbiologischen in vitro-Analysetechnik, wurden die Interaktionen zwischen modifizierten Decoys und dem Transkriptionsfaktor untersucht.
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