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Channelrhodopsine sind blaulichtsensitive, Retinal-bindende Proteine aus der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii. Channelrhodopsin 2 (ChR2) wurde als heptahelikaler, kationenselektiver Ionenkanal charakterisiert (Nagel et al., 2003). Wie die zur selben Proteinfamilie gehörende Protonenpumpe Bakteriorhodopsin (bR) wird ChR2 durch Licht aktiviert; allerdings wird hierbei ein passiver Strom ausgelöst, bei dem Kationen entsprechend ihres elektrochemischen Gradienten fließen. Aufgrund dieser Eigenschaft eignet sich ChR2 zur lichtinduzierten Depolarisation von Zellen und zur Auslösung von Aktionspotentialen in Neuronen, über deren Membran ein Konzentrationsgradient von Kationen anliegt (Boyden et al., 2005). Die Stimulation elektrischer Aktivität von ChR2-exprimierenden Neuronen im Hirngewebe von Mäusen, die ChR2 transgen exprimieren, kann beispielsweise genutzt werden, um die Konnektivität von Neuronen und Hirnbereichen zu untersuchen (z.B. Wang et al., 2007). Für diese und weitere Anwendungen war es interessant, ChR2 zelltyp- oder regionenspezifisch in Mäusen zu exprimieren. Zu diesem Zweck sollte ChR2/eGFP bicistronisch oder ChR2-YFP als Fusionsprotein unter einem ubiquitären Promotor exprimiert werden; die Expression sollte aber durch ein Stop-Element unterbunden werden, das von loxP-sites flankiert ist (unaktiviertes Transgen). Das Enzym Cre- Rekombinase entfernt durch Rekombination das Stop-Element an diesen Erkennungssequenzen, wodurch die ChR2-Expression ermöglicht werden sollte (aktiviertes Transgen). Die Cre-Rekombinase kann dabei sowohl viral als auch transgen unter zelltyp- und regionenspezifischen Promotoren exprimiert werden und damit die regionale Spezifität und den Zeitpunkt der ChR2-Expression bestimmen. Es wurden drei Mauslinien über Pronukleus-Injektionen erhalten, die den Reporter β-Galactosidase des unaktivierten Transgens exprimierten. Die Verpaarung von Mäusen dieser Linien mit Cre-Rekombinase-exprimierenden Mauslinien führte aber nur zu einer ineffizienten Aktivierung des Transgens, so dass ChR2-Expression einzig mittels RT-PCR nachgewiesen werden konnte. Nach viraler Expression der Cre-Rekombinase im Hippokampus konnte eine Aktivierung des ChR2-Transgens auch mittels Immunfluoreszenz gezeigt werden. Mangels GFP-Fluoreszenz waren die transgenen Linien aber nicht für gezielte elektrophysiologische Ableitungen verwendbar. In einem zweiten Ansatz wurden transgene Mäuse über embryonale Stammzellen (ES-Zellen) generiert. Bei diesem Ansatz wird eine geringere Kopienzahl des Transgens ins Genom integriert. In den ES-Zellen konnte durch transiente Cre-Rekombinase-Expression gezeigt werden, dass das Transgen effizient aktiviert werden konnte. Aus mehreren ES-Zell-Klonen wurden chimäre Mäuse erhalten, die zum jetzigen Zeitpunkt auf Keimbahntransmission getestet werden. Wie ChR2 einen Kationenkanal bildet und welche Transmembrandomänen und Aminosäuren daran beteiligt sind, ist unbekannt. Daher wurde im zweiten Teil dieser Arbeit untersucht, ob die Positionen E90, E97 und E101, welche in der zweiten Transmembranhelix untereinander zu liegen scheinen, Teil einer Ionenpore sein könnten. Um den Einfluss dieser Aminosäuren auf die Kationenleitung und/ oder – selektivität zu untersuchen, wurden diese Positionen substituiert und die resultierenden ChR2-Mutantenproteine in Xenopus laevis Oozyten exprimiert und elektrophysiologisch analysiert. Um Na+- bzw. Protonen-mediierte Ströme unterscheiden zu können, wurden Na+-haltige und Na+-freie Puffer verschiedener pH-Werte verwendet. Lichtinduzierte Ströme von ChR2E97A, ChR2E97Q, ChR2E97K und ChR2E101K waren im Vergleich zum Wildtyp stark reduziert, ausschließlich bei pH 4 zu detektieren und wohl hauptsächlich durch Protonen getragen. Die isofunktionale, aber ladungsneutrale Mutation ChR2E90Q zeigte nur geringe Unterschiede zum Wildtyp. Alaninsubstitution (E90A) als auch Ladungsinversion (E90K) führte zu starken Veränderungen des ChR2-Stroms im Vergleich zum Wildtyp. ChR2E90A zeigte im Vergleich zum Wildtyp reduzierte Protonenströme sowie einen erhöhten Natriumstrom, der durch Protonen inhibierbar war. Die Ladungsinversion ChR2E90K führte zu allgemein stark verminderten Leitfähigkeiten, lediglich bei pH 4 konnten noch Ströme gemessen werden. Die Ergebnisse sind der erste Hinweis auf eine Beteiligung von Glutamatresten an der Ionenleitfähigkeit in der Transmembranhelix 2 von ChR2.
Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurde die Funktion des in der Membran des Endoplasmatischen Retikulum lokalisierten Proteins Gsf2 der Hefe Saccharomyces cerevisiae näher charakterisiert. Gsf2 ist ein 46 kDa großes ER-Transmembran-Protein mit zwei membrandurchspannenden Domänen, wobei C- und N-Terminus cytosolisch orientiert sind. Zudem besitzt Gsf2 C-terminal ein klassisches Dilysin-Motiv. Dies deutet daraufhin, dass Gsf2 über den retrograden Transportweg mittels COPI-Vesikel recycelt wird. Dies impliziert auch einen Transport von Gsf2 über den anterograden Transportweg [COPII]. Bisherige Befunde deuteten darauf hin, dass Gsf2 in das sekretorische System involviert ist. Eine Deletion des GSF2-Gens resultiert in einer Retention der Hexosetransporter Hxt1, Hxt3 und Gal2 im ER. Für die Identifikation von potentiellen Interaktionspartnern von Gsf2 im sekretorischen System wurden Protein-Protein-Interaktionsstudien mit Hilfe des Split-Ubiquitin-Systems [SUS] durchgeführt. Dabei konnten Interaktionen zwischen den Proteinen Sar1, Sec12, Hxt1 und dem Sec61-Translokations-Komplex mit dem vermeintlichen Verpackungschaperon Gsf2 identifiziert werden. Zusätzlich konnte unter Anwendung einer Pull-Down-Analyse die Interaktion zwischen Gsf2 und Hxt1 biochemisch bestätigt werden. Zur Aufklärung von funktionellen Domänen, wurde ein in Gsf2 identifiziertes potentielles ER-Export-Motiv [RR](F)[RR] durch den Austausch durch fünf Alanine modifiziert. Die Veränderung der Aminosäuresequenz [RR](F)[RR] (354-358 AS) in Gsf2 bewirkte einen partiellen Funktionsverlust bei einer restriktiver Temperatur von 37°C. Des Weiteren deuteten mehrere Anhaltspunkte darauf hin, dass Gsf2 mit Hxt1 in COPII Vesikel verpackt wird. Eine Aufreinigung von konstitutiven COPII-Vesikel aus in vivo erwies sich experimentell als nicht durchführbar. Deshalb wurde ein in vitro Ansatz [COPII vesicle budding assay] ausgewählt. Dafür wurden die für die Vesikelbildung benötigten Komponenten aufgereinigt und mit ER-Donormembranen inkubiert. Mittels Western-Blot-Analyse konnte Gsf2 in COPII Vesikeln nachgewiesen werden. Das Vorhandensein eines klassischen Rücktransport-Motivs (KKSN) am C-Terminus von Gsf2 weist zudem daraufhin, dass das Protein über den retrograden Transportweg [COPI] zurück zum ER transportiert wird. Durch die Blockade des retrograden Transportweges mit anschließender Lokalisationsuntersuchungen mittels Saccharosedichtegradienten-Zentrifugation und Fluoreszenzmikroskopie konnte eine Fehlverteilung von Gsf2 an der Plasmamembran festgestellt werden. Somit wird Gsf2 möglicherweise über den retrograden Transportweg recycelt. Postuliert wird ein Modell bei dem Gsf2 für die Aufkonzentration spezifischer Cargomoleküle [Hxt1] an ER-Exit-Sites zuständig ist und deren Verpackung in COPII Vesikel gewährleistet. Anschließend wird es über den retrograden Transportweg zurück zu ER transportiert.
Die Hitzestresstranskriptionsfaktoren HsfA1 und HsfA2 repräsentieren wichtige transkriptionelle Regulatoren in der Regulation der Hitzestressantwort von Lycopersicon esculentum (Tomate). Unter Stressbedingungen induziert HsfA1 die Expression von HsfA2 und bildet heterooligomere HsfA1/HsfA2 Komplexe, die im Zusammenhang mit der erhöhten Expression von Hitzestressgenen stehen (Scharf et al., 1998b, Mishra et al., 2002, Port et al., 2004). Durch funktionelle Charakterisierungen der Wechselwirkung zwischen HsfA1 und HsfA2 werden neue Aspekte der spezifischen und synergistischen Aktivierung durch HsfA1 und HsfA2 erläutert. - Die Spezifität der funktionellen Interaktion zwischen HsfA1 und HsfA2 wird in Vergleich mit weiteren Klasse A Hsfs, HsfA3, HsfA4b und HsfA5 anhand von GUS Reporter Assays, Coimmunpräzipitationsanalysen und der interaktionsvermittelten Kernretention von GFP-HsfA2 verdeutlicht. Trotz des Potenzials von HsfA2, multiple Wechselwirkungen einzugehen, ist die Spezifität zwischen HsfA1 und HsfA2 am höchsten. Für die Analyse der synergistische Aktivierung durch HsfA1 und HsfA2 werden 3HA-HsfA1 und 3HA-HsfA2 in unterschiedlichen Mengenverhältnissen coexprimiert. Sowohl am Hsp17.3B-CI::GUS Reporter als auch an der induzierte, endogene Tabak Hsp17-CI Expression kann der spezifische Effekt der synergistischen Aktivierung durch HsfA1 und HsfA2 demonstriert werden. - Um die strukturellen Voraussetzungen der synergistischen Aktvierung zu definieren, werden Mutanten mit Defekten in der DNA Bindung, Oligomerisierung und Aktivierung in funktionellen Analysen der transkriptionellen Aktivität (GUS Reporter Assays, Induktion endogener Hsp17-CI Expression), Komplexbildung (Co-Immunpräzipitation) und der HsfA1 vermittelte Kernretention von HsfA2 (Immunfluoreszenz) untersucht. Die synergistische Aktivierung erfordert die Bildung heterooligomerer HsfA1/HsfA2 Komplexe, die über eine Kombination ihrer C-terminalen Aktivierungsdomänen kooperativ aktivieren. Dagegen hat die DNA Bindung durch die DBDs beider Hsfs einen geringen Anteil an der synergistischen Aktivierung. Zur Verifizierung der funktionellen Unterschiede zwischen HsfA1 und HsfA2 werden HsfA1-HsfA2 Hybride durch Coexpression mit HsfA1 und HsfA2 Wildtypformen analysiert. Heterooligomere Komplexe aus Wildtyp und Hybrid-Hsfs zeigen ausschließlich eine synergistische Aktivierung, wenn die C-terminalen Aktivierungsdomänen von beiden Hsf Typen stammen, während heterooligomere HsfA1/HsfA2 Komplexe mit typgleichen C-Termini nicht synergistisch aktivieren. Weiterhin wird gezeigt, dass Wildtyp- Hybridkomplexe mit identischen HR-A/B Regionen in der synergistischen Aktivierung abgeschwächt sind. - Die Bildungseigenschaften der DNA-Hsf Komplexe (DNP) von HsfA1 und HsfA2 werden in Hinblick auf qualitative Veränderungen unter Coexpressionsbedingungen betrachtet. Interessanterweise konnte die Bildung intermediärer DNPs sowie von Hsf-Komplexen mit intermediärer Größe in Gelfiltrationsanalysen als Indizien für qualitativ veränderte HsfA1/HsfA2 Komplexen nachgewiesen werden. Die funktionelle Analyse von HsfA1 C-terminalen Deletionsmutanten führt zur Identifizierung einer de-regulierten HsfA1 Mutante, die trotz de-regulierter Aktivität mit HsfA2 zur synergistische Aktivierung fähig ist. - Zur Verifizierung der interaktionsvermittelten synergistischen Aktivierung wird die Oligomerisierung partiell deletierter HsfA2 HR-A/B Mutanten ermittelt. Da diese Mutanten intermediäre Oligomerisierungszustände zeigen, werden durch die systematische Deletionsmutation der HR-A/B Region von HsfA2 strukturellen Voraussetzungen für die synergistische Aktivierung durch HsfA1 und HsfA2 charakterisiert. Co-Immunpräzipitationsversuche belegen, dass die Integrität der HR-A/B Region für die Bildung stabiler HsfA1/HsfA2 Komplexe benötigt wird, jedoch eine transiente und spezifische Interaktion über die C-terminalen L2 und HR-B Regionen für die synergistische Aktivierung ausreicht. - In der Charakterisierung der kooperativen, synergistischen Aktivierung durch beide CTADs werden Mutanten der vier vorhandenen AHA Motive von HsfA1 und HsfA2 durch Coexpression mit dem Wildtyp Hsf Partner getestet. Die Ergebnisse verdeutlichen, dass jedes der AHA Motive unterschiedlich zur synergistischen Aktivierung beitragen.
Arabidopsis thaliana besitzt 21 Hitzestress-Transkriptionsfaktoren die von zentraler Bedeutung für die Aktivierung der Hitzestress-Antwort sind. Der HsfA2 ist dabei der am stärksten exprimierte Hsf und akkumuliert in der Pflanze wie andere Hitzestress- Proteine. Nach ca. einer Stunde HS ist die maximale Transkriptmenge zu verzeichnen, während das sehr stabile Protein noch mindestens 21 Stunden nach dem Stress vorhanden ist. Durch Analyse einer SALK T-DNA-Insertionslinie mit einem kompletten HsfA2-Knockout wurden Zielgene des HsfA2 identifiziert. Am stärksten ist die Ascorbat-Peroxidase 2 (APX2) betroffen, deren Transkript in Knockout-Pflanzen fast völlig fehlt. Außerdem sind sHsps, einzelne Mitglieder der Hsp70- und Hsp100-Familien, sowie Transkripte von Genen, deren Funktion noch nicht bekannt ist, reduziert. In transienten GUSReporter- Assays wurde das Aktivierungs-Potential des HsfA2 an den Promotoren der folgenden Gene bestätigt: Hsp18.1-CI, Hsp25.3-P, Hsp22.0-ER, Hsp26.5-MII, Hsp70b und Hsp101-3. Dabei zeigte sich, dass jeweils ca. 0,5kb der stromaufwärts des Startcodons liegenden regulatorischen Sequenzen zur Gen-Aktivierung ausreichen. Für den APX2-Promotor konnte durch Deletionsanalysen zudem das entscheidende HSE-Dimer identifiziert werden. In EMSAs mit rekombinanten GST-Fusions-Proteinen wurde die spezifische Bindung des HsfA2 hier bestätigt, während eine Mutante HsfA2(R98A) nicht mehr an die DNA bindet. Mit Proteinextrakten aus hitzegestresster Arabidopsis-Zellkultur konnte die Bedeutung dieses HSE-Dimers für die Bindung endogener Faktoren im Hitzestress ebenfalls nachgewiesen werden. Auch für die oben genannten Hsps sowie Hsp17.4-CI, Hsa32 und die zwei unbekannten Proteine At1g0370 und At4g21320 konnte die DNA-Bindung des GST-HsfA2 im EMSA gezeigt werden. In der vorliegenden Arbeit wurde HsfA2 erstmals als Voll-Längen-Protein untersucht. Durch Analyse von NLS-Mutanten wurde nachgewiesen, dass nur eine Hälfte der als bipartit vorhergesagten NLS funktionell ist und somit die NLS monopartit ist. Weitere Mutanten wie z.B. Deletionen von Sekundärstruktur-Elementen der DBD oder der Oligomerisierungsdomäne zeigen die Notwendigkeit dieser Bestandteile für die Funktionalität des HsfA2. Außerdem ist offenbar der N-terminale Bereich vor der DBD wichtig für die Proteinstabilität. Um die DNA-Bindungsdomänen aller 21 verschiedenen Arabidopsis-Hsfs auf ihre Bindungsfähigkeit zu untersuchen, wurden Konstrukte verwendet, die jeweils die DBD in Fusion mit dem C-Terminus des HsfA2 enthielten. Diese chimären Hsfs wurden in transienten GUS-Reporter-Assays und EMSAs untersucht. Dabei zeigte sich, dass ein Großteil der Proteine immer an die analysierten DNA-Fragmente bindet, wenn auch mit unterschiedlicher Intensität, während die A6a- und B3-DBDs dies gar nicht oder nur extrem schlecht vermochten. Durch Mutation einzelner Aminosäurereste ließ sich das zumindest für B3 verbessern. Der HsfA3 ist ein weiterer im Hitzestress induzierter Hsf. Allerdings ist sein Transkript erst nach ca. drei Stunden vorhanden und nimmt in der frühen Erholungsphase noch zu. Unter den 21 Hsfs ist er der einzige, der spezifisch durch DREB2A induziert wird. In transienten GUS-Reporter-Assays und EMSAs konnten im HsfA3-Promotor zwei DREs als Bindungsstellen des DREB2A identifiziert werden, die gleichermaßen notwendig sind. Desweiteren wurde das Aktivator-Potential des HsfA3 und fünf DREBs (1A, 1B, 1C, 2A und 2B) an potentiellen Zielgenen untersucht. Dabei konnten drei Gruppen definiert werden: A) Gene die nur durch HsfA3 induziert werden (Hsp18.1-CI, Hsp25.3-P, Hsp70b und Hsp101-3), B) Gene die hauptsächlich durch HsfA3 aber teilweise auch durch DREBs (besonders 2A und 2B) induziert werden (Hsp17.4-CI, Hsp17.6-CII, Hsp26.5-MII und GolS1) und C) Gene die nur durch DREBs induziert werden (RD29A, COR47 und KIN1). In dualen Reporter-Assays wurde die Transkriptionskaskade DREB2A -> HsfA3 -> Hsp bestätigt. Die direkte DNA-Bindung der DREBs bzw. des HsfA3 an den Promotoren wurde in EMSAs nachgewiesen und für Hsp26.5-MII und Hsp18.1-CI durch Kartierung auf kleine Bereiche eingegrenzt. Aus der Literatur ist bekannt, dass HsfA1a/A1b konstitutiv exprimiert werden und ebenfalls Einfluß auf viele Hitzestress-Gene besitzen. So lässt sich spekulieren, dass diese bereits in der frühen Hitzestress-Phase die Induktion der HS-Antwort regulieren könnten, während HsfA2 die Expression von HS-Genen verstärkt und HsfA3 später möglicherweise für die volle Ausprägung der Thermotoleranz wichtig ist.
NP25 wurde im Jahre 1994 als ein in allen Bereichen des zentralen Nervensystems Neuron-spezifisch exprimiertes Gen in der adulten Ratte identifiziert (Ren et al., 1994). Durch eigene Vorarbeiten konnte diese selektive neuronale Expression im Huhnembryo bestätigt werden, wobei die Expression von NP25 im Neuralrohr, den sympathischen paravertebralen Ganglien und sensorischen Hinterwurzelganglien vor der terminalen Differenzierung und Scg10-Expresison beginnt (M.Pape, Diplomarbeit, 2003). In dieser Arbeit konnte nun gezeigt werden, dass NP25 in diesen Geweben nach den proneuralen Faktoren Ascl1 und Ngn2 exprimiert wird, zu einem Zeitpunkt an dem die Vorläuferzellen mit der Differenzierung beginnen. Im Neuralrohr beginnt die Expression von NP25 zeitgleich mit der Expression von NeuroM, einem der frühesten Marker für junge, postmitotische differenzierende Neurone (Roztocil et al., 1997). NP25 stellt somit einen der frühesten panneuronalen Marker für differenzierende Neurone dar. Das NP25-Protein ist in den Zellkörpern und Fortsätzen der Neurone im Neuralrohr und den untersuchten peripheren Ganglien lokalisiert, wobei die Fasern der Motoneurone, im Gegensatz zu deren Zellkörpern, NP25-negativ sind. Mit voranschreitender Differenzierung nimmt die NP25- Proteinkonzentration ähnlich wie die Expression auf mRNA-Ebene ab, wobei in den peripheren Ganglien NP25 über einen längeren Zeitraum hinweg auf hohem Niveau exprimiert wird. Kultivierte Neurone aus sensorischen Hinterwurzelganglien und sympathische Neurone der paravertebralen Ganglien zeigen eine Lokalisation des NP25-Proteins im Zytoplasma der Zellkörper und Fortsätze, wobei NP25 in den sympathischen Neuronen wesentlich stärker exprimiert wird. Dieser Befund konnte durch die Analyse der Proteinkonzentration mit Hilfe der Western Blot Methode bestätigt werden. Die Überexpression von NP25 in verschiedenen Zelltypen führte zu verstärktem oder reduzierten Neuritenauswachsen, wobei die Effekte mit dem NP25-Niveau korrelieren. Zellen mit einem geringen endogenen NP25-Expressionsniveau, wie sensorische Neurone aus fünf Tage alten Huhnembryonen und PC12-Zellen, reagieren auf die Erhöhung des NP25-Gehalts mit verstärktem Längenwachstum der Neuriten, während sympathische Neurone aus sieben Tage alten Huhnembryonen, die ein hohes endogenes Expressionsniveau aufweisen, reduziertes Längenwachstum und reduzierte Verzweigungskapazität zeigen. Diese Ergebnisse sprechen dafür, dass maximales Neuritenwachstum eine optimale NP25-Konzentration erfordert, wobei im Falle der Überexpression von NP25 in den sympathischen Neuronen das Optimum überschritten wird und dadurch Neuritenauswachsen und Verzweigung inhibiert werden. Die Effekte auf das Längenwachstum der Neuriten in den primären Neuronen konnten durch RNAi Experimente bestätigt werden. Neben dem Längenwachstum war auch das initiale Auswachsen von Fortsätzen durch die Veränderung des NP25-Expressionsniveaus betroffen. Im Falle der PC12-Zellen induzierte die NP25-Überexpression nicht nur Längenwachstum der Neuriten, sondern auch die Zahl der Fortsätze pro Zelle wurde erhöht. In den sympathischen Neuronen, in denen durch NP25- Überexpression das Längenwachstum und die Verzweigungskapazität negativ reguliert werden, nimmt die Anzahl der Neuriten pro Zellen nach Erniedrigung des NP25-Expressionsniveaus ebenfalls ab. Dies kann dadurch erklärt werden, dass Längenwachstum und initiales Auswachsen von Neuriten durch unterschiedliche Mechanismen reguliert werden (Glebova and Ginty, 2005; Luo, 2002), was hier möglicherweise dazu führt, dass Längenwachstum negativ und initiales Auswachsen positiv durch NP25 beeinflusst wird. In den sensorischen Neurone führte weder die Erhöhung noch die Erniedrigung des NP25-Expressionsniveaus zu einer Veränderung des initialen Auswachsens, was eine differentielle Regulation der Prozesse bestätigt. Da viele Mitglieder der CaP-Proteinfamilie mit F-Aktin interagieren (Gimona et al., 2002) wurde untersucht, ob NP25 und F-Aktin in kultivierten sympathischen und sensorischen Neuronen und in PC12-Zellen kolokalisieren. In den primären Neuronen wurde im Gegensatz zu der Situation in den PC12-Zellen keine Kolokalisation beobachtet, wobei NP25 und F-Aktin in den PC12-Zellen nur in kleinen Bereichen an den distalen Enden filopodienartiger Fortsätze kolokalisieren. Auch eine Interaktion von NP25 und G-Aktin konnte in den PC-Zellen ausgeschlossen werden. Durch die Identifikation zweier RhoGAP-Proteine (NIRGAP1 und 2) als potentielle Interaktionpartner (M.Geissen, nicht publiziert) könnte NP25 Neuritenauswachsen durch indirekte Beeinflussung des Aktinzytoskeletts über Rho-Signalwege regulieren. Die identifizierten RhoGAPs konnten durch in situ Hybridisierung im Rückenmark, in den Hinterwurzelganglien und den sympathischen paravertebralen Ganglien im Rattenembryo nachgewiesen werden. Sie gehören zu keiner bekannten Familie und unterscheiden sich auch strukturell von den meisten bisher beschriebenen RhoGAPs, da sie mehr als eine (drei) GAP-Domänen enthalten. Durch diesen Befund ergeben sich neue Ansätze für die weiteren Untersuchungen zur Regulation des Neuritenwachstums durch NP25. Da im adulten Nervensystem für NP25 eine Funktion in der Dynamik der Dendriten angenommen wird, sind Untersuchungen der Dendritenausbildung in vitro ebenfalls nahe liegend.
21 Hsfs belonging to classes A, B and C were identified in Arabidopsis following the sequencing of its genome. 1.) Cloning of full length and CTD chimeric constructs followed by transient reporter assays in tobacco protoplast using GUS fusion constructs of the promoters of Hsp17.4-CI, synthetic (HSE9) and APX2 showed Hsfs A1a, A1b, A1d, A1e, A2, A3 and A9 to be active. CTDs of Hsfs A7a, A7b and HsfC1 had activity but they showed poor DNA binding in reporter assays. Hsfs A1a, A1b, A1d, A1e, A2 and A3 were able to induce the expression of endogenous Hsps in tomato protoplasts. Interesting differences in promoter selectivity were observed for several Hsfs. 2.) RT-PCR and microarray analysis showed the Hsfs to be differentially expressed depending on tissue, abiotic and biotic stress, hormone and developmental s ge. Interesting patterns of coexpressed Hsfs were observed under different stresses and developmental stages. 3.) HsfA1b was found to be active on the plasmid borne PHsf:GUS reporters of Hsfs A1d, A2, A4a, A7b and B4 when tested in tobacco mesophyll protoplasts. Hsfs A1d, A2, A4a, A7b and B4 when tested in tobacco mesophyll protplasts. HsfA2 was inactive on PHsfA:GUS. HsfB1 showed repression of endogenous activity on several PHsf:GUS reporter constructs. 4.) The transcriptional regulation under heat stress and promoter organization of HsfA2 and FtSH4 (a metalloprotease gene oriented in a head to head fashion with HsfA2 in the Arabidopsis genome, sharing a common promoter region) was studied. The transcripts of FtSH4 and HsfA2 coaccumulated under heat stress. HsfA1b was active on PHsfA2:GUS and PFtSH4:GUS. Hsf binding sites on the intergenic region were determined using promoter deletion constructs in tobacco and Arabidopsis protoplasts. A bidirectional regulation of HsfA2 and FtSH4 by HsfA1b was observed in tobacco protoplast. 5.) Microarray analysis of a HsfA2 T-DNA insertion line vs. wild type Col-0 under heat stress conditions led to identification of a subset of target genes to be severely affected in the absence of HsfA2. Apart from several Hsps (heat stressproteins) and APX2 (Ascorbate peroxidase 2, oxidative stress scavenger), several other unknown genes are affected. APX2 was the most severely affected among them. HsfA2 was able to induce the transcription from its target gene promoters in fusion to GUS in transient reporter assays in tobacco protoplast. The HSE cluster to which HsfA2 binds on the APX2 promoter was also mapped by the same technique. The direct binding of HsfA2 to the promoter of selected target genes in the Arabidopsis genome was also demonstrated by chromatin immunoprecipitation studies.
The ABC protein ABCE1, also called HP68 or RNase L inhibitor (RLI), is one of the most conserved proteins in evolution. It is universally expressed in eukaryotes and archaea, where ABCE1 is essential for life. ABCE1 plays a crucial role in translation initiation and ribosome biogenesis, however, the molecular mechanism of ABCE1 remains unclear. In addition to two ABC ATPase domains, ABCE1 contains a unique N-terminal region with eight conserved cysteines predicted to coordinate iron-sulfur (Fe-S) clusters. To analyze the function of ABCE1, the hyperthermophilic crenarchaeote Sulfolobus solfataricus was chosen as a model system. S. solfataricus ABCE1 was overexpressed homologously in S. solfataricus and heterologously in E. coli. Noteworthy, for tagged-protein production in S. solfataricus a novel expression system based on a virus shuttle vector was established. This is the first example for a successful overexpression and purification of isolated full-length ABCE1. For the first time it was shown that ABCE1 indeed bears biochemical properties of an ABC protein even though it has unique features. Remarkably, the nucleotide binding domains (NBDs) of ABCE1 bound ATP and AMP, but were functionally non-equivalent in ATP hydrolysis. Mutations of conserved residues in the second NBD led to a hyperactive ATPase, which implies an intramolecular mechanism of dimer formation. Truncation of the Fe-S cluster domains did not influence ATPase activity. The Fe-S clusters of ABCE1 were analyzed by biophysical and biochemical methods. As presented in this study, ABCE1 harbors two essential diamagnetic [4Fe-4S]2+ clusters, one ferredoxin-like cluster formed by cysteines at position 4/5/6/7 and one unique ABCE1 cluster formed by cysteines at position 1/2/3/8. ABCE1 was found to be associated with RNA after purification from S. solfataricus and bound ribosomal RNA in vitro. In addition, ABCE1 showed homo-oligomerization and appeared to form a hexameric complex of ~440 kDa, which was RNase sensitive. Archaeal ABCE1 associated with ribosomes, however, the unique Fe-S clusters of ABCE1 were not required for this interaction. Although archaeal ABCE1 assembled with ribosomes and ribosomal RNA, ABCE1 proved not to be essential for translation in S. solfataricus and did not interact with archaeal initiation factors. Nevertheless, the ABCE1 gene is one of the few genes conserved between archaea and eukaryotes and fulfills a universal task, which needs further characterization.